Get 20M+ Full-Text Papers For Less Than $1.50/day. Start a 14-Day Trial for You or Your Team.

Learn More →

In Vitro Antibacterial Activity of Some Plant Essential Oils against Four Different Microbial Strains

In Vitro Antibacterial Activity of Some Plant Essential Oils against Four Different Microbial... Article  In Vitro Antibacterial Activity of Some Plant Essential Oils  against Four Different Microbial Strains  1 1, 1 1,2 3,4 Daniela Gheorghita  , Alina Robu  *, Aurora Antoniac  , Iulian Antoniac  , Lia Mara Ditu  ,   5,6 6 1 7 Anca‐Daniela Raiciu  , Justinian Tomescu  , Elena Grosu   and Adriana Saceleanu      Faculty of Material Science and Engineering, University Politehnica of Bucharest, 313 Splaiul Independentei  Street, District 6, 060042 Bucharest, Romania    Academy of Romanian Scientists, 54 Splaiul Independentei Street, District 5, 050094 Bucharest, Romania    Microbiology Department, Faculty of Biology, University of Bucharest, Intr. Portocalelor 1‐3,   060101 Bucharest, Romania    Research Institute of the University of Bucharest, Sos. Panduri 90, 050663 Bucharest, Romania    Faculty of Pharmacy, Titu Maiorescu University, 22 Dambovnicului Street, District 4,   040441 Bucharest, Romania    S.C. Hofigal Import Export S.A., 2 Intrarea Serelor Street, District 4, 042124 Bucharest, Romania    Medicine Faculty, Lucian Blaga University of Sibiu, 10 Victoriei Blvd., 550024 Sibiu, Romania  *  Correspondence: alinarobu2021@gmail.com  Abstract: This study evaluates the antimicrobial and antioxidant activities of five essential oils (EO):  pine oil, thyme oil, sage oil, fennel oil, and eucalyptus essential oils. To identify the chemical com‐ position of the essential oils, we used gas chromatography coupled to a mass spectrometer (GC‐ MS). EO are predominantly characterized by the presence of monoterpene hydrocarbons and oxy‐ genated monoterpenes, except in the case of fennel essential oil which contains phenylpropanoids  Citation: Gheorghita, D.; Robu, A.;  as its main components. The antimicrobial activity of the EO was highlighted on four standard mi‐ Antoniac, A.; Antoniac, I.; Ditu,  crobial strains (two Gram‐negative strains‐Escherichia coli ATCC 25922 and Pseudomonas aeruginosa  L.M.; Raiciu, A.‐D.; Tomescu, J.;  ATCC 27853; one Gram‐positive strain Staphylococcus aureus ATCC 25923, and one yeast strain‐Can‐ Grosu, E.; Saceleanu, A. In Vitro   dida albicans ATCC 10231). Antimicrobial activity was assessed by measuring the diameter of the  Antibacterial Activity of Some Plant  inhibition zone, and by determining the values of the minimum inhibitory concentration (MIC) and  Essential Oils against Four Different  minimum concentration of biofilm eradication (MCBE). Analyzing the diameter values of the inhi‐ Microbial Strains. Appl. Sci. 2022, 12,  bition zones we observed increased efficiency of thyme essential oil, which showed the highest val‐ 9482. https://doi.org/10.3390/app  12199482  ues for all tested microbial species. The results of tests performed in a liquid confirm the high sen‐ sitivity of the standard strain Escherichia coli ATCC 25922 to the action of all essential oils, the lowest  Academic Editors: Andrei Victor  values of MIC being recorded for sage and thyme essential oils. For the most essential oils tested in  Sandu and Ioan‐Gabriel Sandu  this study, the MCBE values are close to the MIC values, except for the pine EO which seems to  Received: 25 August 2022  have stimulated the adhesion of the yeast strain at concentrations lower than 5%. The study high‐ Accepted: 19 September 2022  lights the antimicrobial activity of the tested essential oils on Gram‐positive and Gram‐negative  Published: 21 September 2022  strains.  Publisher’s  Note:  MDPI  stays  neu‐ tral  with  regard  to  jurisdictional  Keywords: essential oils; antioxidant potential; GS‐MS; antimicrobial activity  claims in published maps and institu‐ tional affiliations.  1. Introduction  Essential oils (EO) are produced from plant derivatives and contain between 20 and  Copyright: © 2022 by the authors. Li‐ 60 constituents, the most being part of the terpene family such as hydrocarbons or oxy‐ censee  MDPI,  Basel,  Switzerland.  genated derivatives, esters, and phenols. Research has shown that essential oils have an  This article is an open access article  antimicrobial and antioxidant effect and are often used in alternative medicine [1].  distributed under the terms and con‐ Some essential oils can be used to reduce the pain caused by chronic conditions. For  ditions of the Creative Commons At‐ example, peppermint essential oil has analgesic properties and has been shown to reduce  tribution (CC BY) license (https://cre‐ ativecommons.org/licenses/by/4.0/).  pain in patients with osteoarthritis [2]. The antimicrobial activity of essential oils has also  been extensively studied in late years and it has been shown that some essential oils can  Appl. Sci. 2022, 12, 9482. https://doi.org/10.3390/app12199482  www.mdpi.com/journal/applsci  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  2  of  19  inhibit the growth and multiplication of antibiotic‐resistant pathogenic microorganisms.  Due to their antimicrobial activity, essential oils might be considered an alternative to an‐ tibiotic treatment. For example, tea tree oil has been shown to have a bactericidal effect on  methicillin‐resistant Staphylococcus aureus microbial strain [3]. Sage, cinnamon, and clove  essential oil are often used to relieve respiratory diseases, having an antimicrobial effect  on several strains belonging to the species Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Salmonella  typhi, and Bacillus subtilis [4]. It is well known that the antioxidant activity of essential oils  depends on their chemical composition, namely the presence of phenolic structures and  as well as certain ethers, alcohols, ketones, and monoterpenes. These compounds have an  important role in some disease prevention by neutralizing free radicals and peroxide de‐ composition [5,6]. For many years biomaterials are used successfully in various medical  specializations such as orthopedic surgery [7–12], dentistry [13,14], general surgery [15– 17], and cardiovascular surgery [18,19]. In recent years, herbal medicine has begun to be  used to treat many dermatological disorders such as itching and even severe forms of  cancer [20,21]. So, the essential oils of Abies koreana, Anthemis aciphylla, Anthemis nobilis,  Citrus aurantium, Eucalyptus globules, Foeniculum vulgare, Mentha sp., Salvia sp. are used in  the treatment of dermatological disorders [22–29] such as acne, fungal infection, or cancer.  Also, EO from Afromomum danielli and Pogostemon elsholtzioides reduced blood pressure  [30,31], EO from Salvia officinalis L., Citrus aurantifolia, Curcuma longa L. can improve hy‐ perlipidemia [32–34], while EO from Lavandula angustifolia and Citrus aurantium reduce  blood pressure and anxiety with acute coronary syndrome [35,36]. Peppermint essential  oil was used in the acrylic‐type bone cement composition, demonstrating its antimicrobial  action on Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa strains [12]. Also, current stud‐ ies show the effects of using essential oils in bone pain, due to osteoporosis and osteoar‐ thritis [37–44], and in bone repair [45–47]. It evaluated the protective effect of Rosmarinus  officinalis and Thymus vulgaris essential oils against osteoporosis [37], and of the Ginger,  Lavander, Rosmarinus officinalis, and Populus alba essential oils against osteoarthritis [39– 41,43,44]. The relevant domains of application of essential oils are shown in Figure 1.  Figure 1. Domains of application of essential oils.  Thyme essential oil (obtained from the Thymus vulgaris plant) has been reported to  be widely used to heal burns [48]. The main compound in thyme essential oil, thymol, is  active against Salmonella and Staphylococcus bacteria. It has been shown that the antiseptic  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  3  of  19  properties of thyme help the immune system in chronic infections and is also effective in  chest infections such as whooping cough, bronchitis, and pleurisy [49]. In the study by  Dursun et.al. [50], the impact of thyme essential oil on burn wounds in rats was investi‐ gated, and it was shown that it reduced the amount of nitric oxide produced in response  to the burn and facilitated wound healing. The antimicrobial activity of the thyme essen‐ tial oil was also investigated [51–53]. The study results showed an inhibitory action of this  essential oil against Staphylococcus aureus, Streptococci, and Salmonella typhimurium. The  major components of thyme essential oil namely carvacrol, p‐cymene, γ‐terpinene, and α‐ terpinene have demonstrated antioxidant activity [54–62]. Balahbi A et al. [54] revealed  that p‐cymene is an important compound used by the pharmaceutical industries for the  production of antioxidants. Tepe B et al. [59] compared the antioxidant activity of two  thyme essential oils obtained by hydrodistillation with different chemical compositions.  The results showed that the antioxidant activity of the investigated oils is due to the pres‐ ence of a large amount of thymol and carvacrol in their composition.  Sage is represented by the whole or cuts leaves of Salvia officinalis L. Sage essential oil  is rich in thujone [63]. It has a very changeable composition depending on the source, time  of harvest, and other factors. The antibacterial properties of sage essential oils are due to  the presence of thujone, camphor, and 1,8‐cineole in the composition [63,64]. Farhat MB  et al. [65] highlighted that the compositions and antioxidant activity of the Salvia officinalis  L. essential oils present remarkable differences depending on the environmental condi‐ tions and geographical origin. In the study conducted by Ozan A et al. [66] on various  essential oils from wild and cultivated forms of Salvia pisidica it was shown that the anti‐ oxidant properties are due to the α‐pinene, camphor, and eucalyptol compounds present  in the composition of the investigated oils. The results are in accordance with the results  reported by Ruberto et al. [67].  The fennel plant belongs to the family Apiaceae (Umbelliferae). According to Msaada  et.al. [68,69], the ripening stages play an important factor in influencing the composition  of essential oils, while good agricultural and environmental practices would also help to  improve  yield  and  quality.  The  main  constituents  of  essential  oils  are:  anethole  (72.27%~74.18%),  fenchone  (11.32%~16.35%),  and  methyl  chavicol  (3.78%~5.29%),  fol‐ lowed by α‐pinene, limonene, β‐myrcene, camphene, β‐pinene, 3‐hull, α‐phellandrene,  cis‐anethole, camphor, 1,8‐cineole [70]. Fennel oil contains powerful anti‐inflammatory  compounds, which, when used topically, help with skin care. In a study conducted by  Anwar et al. [71], the antioxidant and antimicrobial activities of essential oil, ethanol, and  methanol extracts of fennel (Foeniculum vulgare Mill.) seeds were examined. The results  obtained demonstrate good antioxidant and free radical scavenging activities as well as  appreciable antimicrobial activity against selected strains of bacteria and pathogenic fungi  for essential oil and various extracts from fennel.  Eucalyptus (Eucalyptus spp.) is a plant native to Australia grown mainly as a source  of fast‐growing wood, as well as a source of essential oil used for many purposes. The  essential oil is extracted from buds, leaves, bark, and fruits, having an antiseptic, antibac‐ terial,  anti‐inflammatory,  antioxidant,  and  anticancer  action  and,  therefore,  is  recom‐ mended in the treatment of respiratory diseases like flu, colds, and sinus congestion [72].  The composition of the eucalyptus oil is influenced by geographical location or seasons,  which also influences its biological activity. The main compounds of the essential oil are  eucalyptol,  p‐cymene,  neo‐isoverbenol,  limonene,  and  spathulenol  (depending  on  the  species) [73–75]. Salem et al. [76] studied the antioxidant activities of the essential oil from  the leaves of Eucalyptus camaldulensis, Eucalyptus camaldulensis and Eucalyptus gomphoceph‐ ala. It was found that the essential oil of Eucalyptus gomphocephala presented the highest  antioxidant activity. The study reported that the antioxidant activities of eucalyptus es‐ sential oil could be related to phenols such as spathulenol and terpens such as eucalyptol  (1,8‐cineole).  Pine (Pinaceae), is one of the most important sources of essential oils in the world,  with more than 50 constituents, of which about ten are of key importance [77]. The major  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  4  of  19  components in pine essential oil are pinene, camphene, sabin, carene, myrcene, terpino‐ lene, α‐terpineol,  limonene,  caryophyllene,  bornyl  acetate,  p‐cement,  felandren, γ‐ter‐ pene, germacrene D and spathulenol. Bhalla et. al. [78] showed that pine essential oil im‐ proves the activity of white blood cells, which are responsible for removing microbes from  the body. Terpenoids, the major components of pine essential oil, have proven antimicro‐ bial, antiallergic, antifungal, antiviral, antispasmodic, and anti‐inflammatory properties  useful in the prevention and treatment of many diseases, including cancer [79–81]. Several  types of Pinus are already well‐known sources of antioxidants that are commonly used as  dietary supplements (against alcohol‐induced liver disease [82] or against lipopolysaccha‐ ride‐induced inflammation, hippocampal memory‐enhancing activity, and activity for the  early management of dyslipidemia), as phytochemical remedies, and in the treatment of  chronic inflammation, circulatory problems [83] and sometimes cancer [84]. Koutsaviti A  et al. [83] and Xie Q et al. [85] reported that terpene derivatives such as germacrene α,β‐ caryophyllene, and γ‐terpinene exert antioxidant activity. Also, in the study of Zeng WC  et al. [86], the essential oil from pine needles demonstrated significant antioxidant activity,  especially against superoxide radicals, and hydroxyl radicals.  The purpose of this paper was to evaluate the physicochemical parameters for five  commercial essential oils (fennel, sage, eucalyptus, thyme, and pine essential oils) and  their antimicrobial effect on the ability to grow, multiply and generate monospecific bio‐ films of four standard microbial strains: two Gram‐negative strains (Escherichia coli ATCC  25922, Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853), one Gram‐positive strain (Staphylococcus au‐ reus ATCC 25923), and one yeast strain (Candida albicans ATCC 10231).  2. Materials and Methods  2.1. Obtaining Oils  Five essential oils produced at S.C. Hofigal Export‐Import S.A (S.C. Hofigal S.A.)  were used in this study. In this process, the post‐harvest plant material was sorted and  dried in order to prepare it for the extraction of essential oils. The types of EOs investi‐ gated, the vegetable material from which the essential oils are extracted, and their origin  is presented in Table 1.  Table 1. Types of essential oils investigated, plant material used, and its origin.  The Vegetable Material from  The Origin of the Vegeta‐ Code  Type of EO  Which the Oil Is Extracted  ble Raw Material  FEN  Fennel essential oil (Foeniculum vulgare)  Aerial parts  S.C.Hofigal S.A  SV  Sage essential oil (Salvia officinalis)  Aerial parts  S.C.Hofigal S.A  EUC  Eucalyptus essential oil (Eucalyptus sp.)  Leaf  Import  CI  Thyme essential oil (Satureja hortensis L.)  Aerial parts  S.C.Hofigal S.A  PIN  Pine essential oil (Pinus sylvestris)  Leaf  Spontaneous flora  The oils are obtained by the hydro‐distillation method. In this process, the plant ma‐ terials are immersed in water and boiled. As a result of the action of temperature on the  vegetal matrix, the destruction of the cellular structure occurs, and this leads to the release  of aromatic compounds and essential oils. Steam and essential oil vapor are condensed to  an aqueous fraction. The vegetable materials used in obtaining the essential oils were sub‐ jected to hydro distillation for 6 h using a Clevenger‐type device. The advantage of this  method is that it protects the oil since the surrounding water forms a barrier to prevent it  from overheating. The flow chart for essential oils obtained is presented in Figure 2.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  5  of  19  Figure 2. Flow chart for essential oils obtaining.  2.2. Physical‐Chemical Parameters of the Essential Oils  The relative density of the investigated essential oils was determined in accordance  with the ISO279:1998 [87], while the refractive index with the protocol recommended by  the European Pharmacopoeia [88]. Relative density at 20 °C was determined using rela‐ tionship 1 and the refractive index using a Mettler Toledo R40 refractometer.  𝑑   (1) where: m represents the mass of a given volume of oil at 20 °C and m1 is the mass of an  equal volume of distilled water at 20 °C  The antioxidant potential of the essential oils has been evaluated by the determina‐ tion of the ferric reducing antioxidant power (FRAP Assay) described by Benzie and Strain  [89]. The reaction underlying the determination is the reduction of ferric Fe(III) to ferrous  Fe(II) in the presence of ligand 1.10–phenanthroline at acid pH. A frap unit is defined as  the amount of substance needed to reduce one mole of Fe(III) to Fe (II). The calibration  curve was obtained using iron sulphate heptahydrate (FeSO4x 7H2O) as standard.  Gas chromatography coupled to a mass spectrometer was used to identify the chem‐ ical components in the essential oils. The analysis was performed on a Thermo scientific  Trace 1310 gas chromatograph, fitted with a capillary column (TG‐WAXMS, 30mx0,25I.D.,  0.25 μm film thickness), and equipped with an ISQ 7000 MS detector, from Thermo Scien‐ tific, combined with Chromeleon 7 Chromatography data system [90]. Oven temperature  was set to 40 °C for 10 min, then ramped at 4 °C/min to 200 °C. After the temperature of  200 °C was reached, it was ramped again at 15 °C/min to 240 °C. The inlet temperature  was kept at 250 °C, also the MS detector temperatures for the transfer line and ion source  were 250 °C, while the recording mass spectra range was set between 45–250 m/z. The  samples were injected in split mode, using a 500 mL/min split flow and a split ratio of 333.  The carrier gas was helium at a flow of 1.5 mL/min. Sample preparation: 0.1 mL of oil was  dissolved in 10 mL of C6H14. The obtained solution was dried from possible existing water  droplets by mixing it with anhydrous sodium sulfate powder and then filtered through  glass  microfiber  filters  (Whatman  CAT  No.  1822‐070).  Compound  identification:  Peak  identification  was  accomplished  by  computer  software  matching  using  NIST  Tandem  Mass Spectral Library version 2.4.      Appl. Sci. 2022, 12, 9482  6  of  19  2.3. Antimicrobial Activities of the Essential Oils.  Antimicrobial  activities  were  conducted  on  four  standard  microbial  strains  as  is  shown in Table 2.  Table 2. Standard microbial strains used for testing antimicrobial activities.  No.  Microbial Strain  Source  Staphylococcus aureus   Gram‐positive standard strain, The microorganism collection of the Micro‐ 1  ATCC 25923  biology, Department, Faculty of Biology, University of Bucharest  Pseudomonas aeruginosa   Gram‐negative standard strain, The microorganism collection of the Micro‐ 2  ATCC 27853  biology, Department, Faculty of Biology, University of Bucharest  Escherichia coli   Gram‐negative standard strain, The microorganism collection of the Micro‐ 3  ATCC 25922  biology, Department, Faculty of Biology, University of Bucharest  Candida albicans   Yeast standard strain, The microorganism collection of the Microbiology,  4  ATCC 10231  Department, Faculty of Biology, University of Bucharest  For qualitative testing of antimicrobial activity, 1/10 dilutions in DMSO (Dimethyl  sulfoxide) of the five essential oils were performed. To evaluate the ability of microorgan‐ isms to adhere to the inert substrate, the purple crystal staining method was performed,  and the following solutions were used: acetic acid 33%, purple crystal 1%, and methanol  80%.  Qualitative evaluation of the antimicrobial effect. The microbial strains incubated for 18– 24 h at 37 °C were used to prepare suspensions with a standard density of 0.5 McFarland  (1.5 × 108 CFU/mL) (according to CLSI 2021). The suspensions were seeded on agar me‐ dium. Subsequently, 10 μL of the essential oils dilutions were distributed in spots. The  plates  were allowed  to stand  at  room temperature for  adsorption  of  the  droplet,  after  which they were incubated at 37 °C, for 24 h. The antimicrobial efficiency was quantified  by the appearance of a growth inhibition zone around the spot. The reading of the results  was performed by assessing the clarity of the inhibition zone and measuring and noting  the diameter of this zone.  Quantitative evaluation of the antimicrobial. For this test, the method of binary serial  micro dilutions performed in 96‐well plates was used to determine the values of the min‐ imum inhibitory concentration (MIC) represented by the minimum amount of essential  oil capable to inhibit the growth and multiplication of the microbial cells. Binary serial  dilutions made in a liquid growth medium were subsequently inoculated with 15 mL of  standard microbial suspension. After incubation at 37 °C for 24 h, the results obtained by  macroscopic observation and spectrophotometric reading at 620 nm, were analyzed.  Study of the influence of the tested compounds on the development of microbial biofilms on  the inert substratum. The microbial cells were cultured in 96‐well plates with a liquid envi‐ ronment and in the presence of different concentrations of test compounds, similar to the  method for determining MIC values [91]. After incubation, the plates were washed twice  with physiological water. Subsequently, the adhered cells were fixed for 5 min with 150  μL  of  80%  methanol  and  were  stained  with  1%  violet  crystal  alkaline  solution  (150  μL/well) for 15 min. The staining solution was removed, then the plates were washed  under  running  water.  The  microbial  biofilms formed  on  the  plastic  plates  were  resus‐ pended in 33% acetic acid, and the determination of MCBE values (minimum concentra‐ tion for biofilms eradication) was performed by spectrophotometric determination of the  intensity of the colored suspension, measuring the absorption at 490 nm, using ELISA  reader‐model SYNERGY HTX multi‐mode reader. All tests were performed in triplicate  and the results were expressed as an average of the obtained values.      Appl. Sci. 2022, 12, 9482  7  of  19  3. Results and Discussion  3.1. Physical‐Chemical Parameters of the Essential Oils  The physical‐chemical properties of the investigated essential oils are used as quality  parameters according to recommendations established by the European Pharmacopoeia  and International Standards. Physical‐chemical parameters of the investigated essential  oils are presented in Table 3.  Table 3. Physical‐chemical properties of obtained essential oils.  Fennel EO  Sage EO  Eucalyptus EO  Thyme EO  Pine EO  Essential Oils  (FEN)  (SV)  (EUC)  (CI)  (PIN)  Relative density [g/cm ]  0.96  0.89  0.90  0.91  0.85  Refractive index, λ [nm]  1.528  1.456  1.458  1.495  1.465  Antioxidant activity  6.09  6.54  7.09  6.79  6.49  (mg equivalent to Fe2SO4x 7H2O/g for sample)  The chemical compositions of the essential oils evaluated by GC‐MS are presented in  Table 4.  Table 4. Main constituents of investigated essential oils.  Compounds  Classes  Eucalyptus EO  Thyme EO  Pine EO  Sage EO  Fennel EO  β‐Pinene  MT  0.36 ‐  30.21  1.77 ‐  α‐Phellandrene  MT  0.51  ‐ ‐ ‐  5.66  β‐Phellandrene  MT ‐  ‐  0.60 ‐  ‐  β‐Myrcene  MT  0.26  0.62  2.81  0.66 ‐  D‐Limonene  MT  8.82  0.47  18.92  1.67 ‐  Eucalyptol  MT  82.10 ‐  ‐  7.27 ‐  γ‐Terpinene   MT  3.36  0.29 ‐  0.39 ‐  p‐Cymene    MT  4.59  35.10  3.61  0.68 ‐  Camphene   MT ‐  0.71  3.15  4.28 ‐  Pinocarvone   MT ‐  2.08 ‐  ‐  ‐  β‐Caryophyllene  ST ‐  2.21  3.68  3.51 ‐  α‐Caryophyllene  ST ‐  ‐  ‐  4.44 ‐  Carvacrol  MT ‐  58.52 ‐  ‐  ‐  Fenchone  MT  ‐  ‐ ‐ ‐  11.91  Estragole  PP  ‐  ‐ ‐ ‐  2.97  Anethole  PP  ‐  ‐ ‐ ‐  79.46  Carene   MT ‐  ‐  29.08 ‐  ‐  Terpinolene  MT ‐  ‐  0.59  0.25 ‐  Longifolene   ST ‐  ‐  2.72 ‐  ‐  Bornyl acetate  MT ‐  ‐  3.05 ‐  ‐  α‐Terpineol   MT ‐  ‐  1.59 ‐  ‐  Thujone  MT ‐  ‐  ‐  38.92 ‐  Isothujone  MT ‐  ‐  ‐  6.19 ‐  (+)‐2‐Bornanone   MT ‐  ‐  ‐  21.32 ‐  Linalool  MT ‐  ‐  ‐  0.72 ‐  Borneol acetate  MT ‐  ‐  ‐  1.01 ‐  Terpinen‐4‐ol   MT ‐  ‐  ‐  0.56 ‐  (‐) Borneol  MT ‐  ‐  ‐  2.55 ‐  Viridiflorol   ST ‐  ‐  ‐  3.82 ‐  Monoterpene (MT)  100  97.79  93.6  88.23  17.57  Sesquiterpene (ST)    ‐  2.21  6.4  11.77  ‐  Phenylpropanoids (PP)  ‐  ‐  ‐  ‐  82.43  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  8  of  19  The essential oils of eucalyptus, sage, pine, and thyme are especially characterized  by the presence of monoterpenes (monoterpenic hydrocarbons and oxygenated monoter‐ penes), while the fennel EO contains phenylpropanoids as the main constituents (com‐ pounds that can  be  classified as  phenylpropenes  or allylbenzenes). Sesquiterpenes are  found to a lesser extent in pine, thyme, and sage essential oils. In eucalyptus EO, eucalyp‐ tol was identified from the total constituents as the main compound (82.10%), followed  by D‐limonel (8.82%) and p‐cymen (4.59%). From the total constituents identified in the  case of thyme EO, carvacrol (58.52%) was the main compound detected followed by p‐ cymen (35.10%) and other by‐products such as pinocarvone, β‐caryophyllene. β‐pinene,  carene, and D‐limonene are the main compounds identified in pine EO in a concentration  of 30.21%, 29.08%, and 18.92% respectively. In sage EO, 18 compounds were identified, of  which thujone and (+)‐2‐bornanone as majority products in a proportion of 38.92% and  21.32%, respectively. For fennel EO, 4 compounds anethole (majority compound, 79.46%),  fenchone, α‐phellandrene, and estragole were highlighted.  Thyme EO contains predominantly phenolic terpenoids, such as carvacrol, which ex‐ plain why exhibited antioxidant activity. The antioxidant activity of eucalyptus EO is due  to the presence of the monoterpene compounds 1,8‐CineoIe (Eucalyptol) and γ‐Terpinene  while the antioxidant activity of sage EO is attributed to the presence in the composition  of the following compounds 1,8‐CineoIe (Eucalyptol), γ‐Terpinene, and linalool. β‐caryo‐ phyllene and terpinolene are compounds that cause the antioxidant activity of pine EO  while α‐phellandrene and anethole influence the antioxidant activity of fennel EO. The  results are sustained by other studies [67,92] that have demonstrated that thymol and car‐ vacrol, are responsible for the antioxidant activity of the essential oils obtained from Thy‐ mus serpyllus and Mentha longifolia. The antioxidant activity of 1,8‐CineoIe (Eucalyptol), γ‐ terpinene,  linalool, β‐caryophyllene,  terpinolene, α‐phellandrene,  and  anethole  was  demonstrated in many studies carried out on a wide range of essential oils [93–96].  3.2. Antimicrobial Activities of the Essential Oils  The qualitative evaluation of the inhibitory effect expressed against different micro‐ bial strains was performed by measuring the diameter of the inhibition zone, after incu‐ bation of the strains in favorable conditions (Figures 3–6).  Figure 3. The aspect of the inhibition zones expressed by the Gram‐positive strain Staphylococcus  aureus ATCC 25923 in the presence of tested EO at 1/10 dilution in DMSO; FEN (fennel EO); SV (sage  EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  9  of  19  Figure 4. The aspect of the inhibition zones expressed by the Gram‐negative strains Pseudomonas  aeruginosa ATCC 27853 in the presence of tested EO at 1/10 dilution in DMSO; FEN (fennel EO); SV  (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Figure 5. The aspect of the inhibition zones expressed by the Gram‐negative strains Escherichia coli  ATCC 25922 in the presence of tested EO at 1/10 dilution in DMSO; FEN (fennel EO); SV (sage EO);  EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Figure 6. The aspect of the inhibition zones expressed by the yeast strain Candida albicans ATCC  10231 in the presence of tested EO at 1/10 dilution in DMSO; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC  (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Analyzing the diameter values of the inhibition zones (Table 5), it can be observed  an increased efficiency of thyme essential oil (CI), which showed the highest values for all  tested microbial species, followed by sage and fennel essential oil (FEN), which inhibited  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  10  of  19  the multiplication of species both Gram‐positive and Gram‐negative bacteria, but did not  inhibit the multiplication of yeast species.  Table 5. Inhibition zones of essential oils (dil. 1/10 in DMSO).  Inhibition Zones [mm]  Essential Oils/Micro‐ Staphylococcus  Escherichia coli ATCC  Pseudomonas aeruginosa  Candida albicans  bial Strain  aureus  25922  ATCC 27853  ATCC 10231  ATCC 25923  Fennel EO (FEN)  16  14  14  0  Sage EO (SV)  22  12  19  0  Eucalyptus EO (EUC)  15  6  11  0  Thyme EO (CI)  30  30  27  35  Pine EO (PIN)  15  0  12  0  Although some studies show that essential oils have a more pronounced antimicro‐ bial effect on Gram‐positive strains, as opposed to Gram‐negative ones, this is not always  the case. Some studies show a higher antimicrobial activity of thyme essential oil on Esch‐ erichia coli strain compared to the Gram‐positive strains tested [97].  The most sensitive strain was the standard strain Escherichia coli ATCC 25922, which  showed sensitivity to all the EO tested, with the largest values of the diameters of the  inhibition zones. Also, following a study conducted by Semeniuc and contributors [98], in  which the antimicrobial activity of thyme oil on the Escherichia coli strain ATCC 25922 was  tested  by  determining  the  diameters  of  the  inhibition  zones,  it  was  observed  that  the  thyme oil has a strong antimicrobial effect on this strain, obtaining a diameter of the inhi‐ bition  zone  of  36–41  mm.  Thyme  essential  oil  (CI)  has  also  been  shown  to  inhibit  the  growth of the Candida albicans microbial strain due to its high carvacrol content in its struc‐ ture, an aspect also highlighted by Tampieri et. al. [99].  Other studies in which the antimicrobial activity of thyme essential oil was tested by  the spot inoculation method showed that it has a strong antimicrobial effect on the tested  strains, obtaining growth inhibition zones with diameters of 26–54 mm. Thyme EO has  also been shown to produce a larger growth inhibition zone than those produced by chlo‐ ramphenicol, suggesting that thyme EO has a stronger antimicrobial effect than chloram‐ phenicol [81].  Quantitative evaluation of the antimicrobial effect. The results of tests performed in a liq‐ uid medium confirm the high sensitivity of the standard strain Escherichia coli ATCC25922  to the action of all essential oils, the lowest values of minimum inhibitory concentration  (MIC) being recorded for sage (0.156%) and thyme essential oil (0.626%) as is shown in  Table 6 and figure 7.  Table 6. MIC values were obtained by the method of serial micro dilutions in a liquid environ‐ ment.  MIC Values [% Dilution in Microbial Culture Media]  Microbial Strain/Essential Oils  FEN  SV  EUC  CI  PIN  (Fennel EO)  (Sage EO)  (Eucalyptus EO) (Thyme EO)  (Pine EO)  Staphylococcus aureus ATCC 25923  5%  2.5%  2.5%  1.25%  10%  Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853  5%  1.25%  2.5%  1.25%  10%  Escherichia coli ATCC 25922  5%  0.156%  1.25%  0.625%  10%  Candida albicans ATCC 10231  10%  1.25%  2.5%  2.5%  10%  The antimicrobial effect of thyme essential oil has been shown in other studies. For  example, thyme oil has been shown to inhibit the growth of Staphylococcus aureus and  Escherichia coli strains at concentrations of 0.125% [81].  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  11  of  19  Several studies show that many of the essential oils tested have an antibacterial effect  on the Escherichia coli strain. For example, Xiao and contributors [100] tested the inhibitory  effect of 140 commercial essential oils on Escherichia coli by determining the MIC values  and found that 8 of them, including oregano oil, cloves, and cinnamon, have a stronger  antimicrobial effect on Escherichia coli strain compared to sufloxacin antibiotic. Also, 40 of  the tested essential oils, including cinnamon oil, tea tree oil, and thyme oil, had values of  the minimum inhibitory concentration between 0.5–0.125%, and for oregano essential oil,  the minimum inhibitory concentration was 0.015% [100].  FEN SV EUC CI ** 2 PIN ** Staphylococcus aureus Pseudomonas aeruginosa Escherichia coli ATCC C. albicans ATCC 10231. ATCC 25923 ATCC 27853. 25922 Tested microbial strains Figure 7. Graphical representation of MIC values expressed as a percentage (percentage of oil in the  culture medium) for each tested microbial strain; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus  EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO); significant results regarding the MIC values were noted as: *  for p < 0.05, and ** for p < 0.01 ( statistically significant results; statistic interpretation using one‐way  ANOVA repeated measures test).   Contrary to the results of the qualitative tests, the fennel essential oil did not show  low MIC values, probably due to its low solubility in the liquid environment, the MIC  values being among the highest (5–10%).  Study of the influence of the tested compounds on the development of microbial biofilms on  the inert substratum. Testing the properties of essential oils to inhibit the adhesion of mi‐ crobial cells to the inert substrate and to generate monospecific biofilms allowed the es‐ tablishment of the values of the Minimum Concentration of Biofilm Eradication (MCBE).  These values are represented by the highest oil dilutions that inhibited adhesion and are  represented in the graphs below (Figures 8–11).  Minimal inhibitory concentration (%) Appl. Sci. 2022, 12, 9482  12  of  19  Figure  8.  Graphical  representation  of  the  MCBE  values  for  Gram‐positive  Staphylococcus  aureus  ATCC25923 strain; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine  EO).  Figure 9. Graphical representation of the MCBE values for Gram‐negative strain Pseudomonas aeru‐ ginosa ATCC 27853; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine  EO).  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  13  of  19  Figure 10. Graphical representation of the MCBE values for Gram‐negative strain Escherichia coli  ATCC 25922; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Figure  11.  Graphical  representation  of  the  MCBE  values  for  yeast  strain  Candida  albicans  ATCC  10231; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  For the most essential oils tested in this study, the MCBE values are close to the MIC  values, except the pine EO which seems to have stimulated the adhesion of the yeast strain  at concentrations lower than 5% (Figure 10). For Escherichia coli ATCC 25922 strain the  lowest values of the MCBE were recorded for sage EO (0.04%).  Staphylococcus aureus is one of the pathogens that cause most of the recurrent infec‐ tions associated with biofilm production. In this paper, the lowest values of MCBE for  Staphylococcus aureus ATCC 25923 were observed in the case of sage and thyme essential  oils (SV, CI). Also, a study by Sharifi et. al. [101] highlighted the ability of thyme essential  oil to eradicate the biofilm produced by Staphylococcus aureus isolated from the respiratory  tract and from milk samples. This ability of thyme EO to inhibit the adherence of microbial  cells to the inert substrate may be due to the high concentration of thymol, α‐terpinol, and  carvacrol in its structure.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  14  of  19  The ability of sage essential oil to inhibit the adherence of Escherichia coli and Staphy‐ lococcus aureus strains was highlighted in a study by Cui et. al. [102]. It was observed that  sage oil inhibits their adhesion at concentrations of 0.05–0.1%. On scanning microscopy  (SEM) it was observed that sage essential oil destroys the bacterial cell membrane, the  ATP concentration decreases from 98.27% to 69.61%, and the nuclear content decreases.  4. Conclusions  In conclusion, the results obtained show that essential oils have antioxidant activity,  important in the treatment of various inflammatory diseases. The antioxidant activity and  composition of essential oils are closely related to the environmental conditions and the  geographical origin of the plants from which the essential oils were obtained. The com‐ pounds that ensure the antioxidant activity of the investigated essential oils are carvacrol,  1,8‐cineole, y‐terpinene, linalool, β‐caryophyllene, terpinolene, α‐phellandrene, and ane‐ thole. GC‐MS analyses revealed that all essential oils are mainly characterized by the pres‐ ence of monoterpene hydrocarbons and oxygenated monoterpenes, except in the case of  fennel  essential  oil  which  contains  phenylpropanoids  as  its  main  components  (com‐ pounds that can be classified as phenylpropenes or allylbenzenes). This study tested the  antimicrobial activity of five essential oils on the growth, multiplication, and biofilm for‐ mation of standard microbial strains: Staphylococcus aureus ATCC 2592, Pseudomonas aeru‐ ginosa ATCC 27853, Escherichia coli ATCC 25922, Candida albicans ATCC 10231. Both qual‐ itative and quantitative test results show an increased sensitivity of Escherichia coli ATCC  25922 strains to all tested essential oils. The qualitative results show the largest diameters  of the inhibition zones for thyme EO, followed by sage and fennel EO. Thyme EO was  also the only essential oil that expressed an inhibitory effect on Candida albicans ATCC  10231 yeast strain. The quantitative results highlighted the lowest inhibitory concentration  for sage EO (0.156%) and thyme EO (0.626%). On the opposite, the highest values of the  minimum inhibitor concentration were observed for pine EO (10%). The MCBE value was  close to the MIC value for most of the tested essential oils.  Author Contributions: Conceptualization, D.G., A.A. and I.A.; Methodology, A.R., I.A., L.M.D., A.‐ D.R. and E.G.; Software, A.R., A.A. and A.S.; Validation, A.A., I.A., L.M.D., A.‐D.R., J.T. and E.G.;  Investigation, D.G., A.R., A.A., L.M.D., J.T. and A.S.; Resources, A.R., A.A. and E.G.; Data curation,  D.G. and A.R.; Writing—original draft preparation, D.G., A.R., A.A. and I.A.; writing—review and  editing, D.G. and A.R. All authors have read and agreed to the published version of the manuscript.  Funding: This work was supported by a grant from the Romanian Ministry of Education and Re‐ search, CCCDI‐UEFISCDI, Project number PN‐III‐P2‐2.1.‐PED‐2019‐5236, within PNCDI III. In ad‐ dition, financial support from the Competitiveness Operational Program 2014‐2020, Action 1.1.3:  Creating synergies with RDI actions of the EU’s HORIZON 2020 framework program and other  international RDI programs, MySMIS Code 108792, Acronym project “UPB4H”, financed by con‐ tract: 250/11.05.2020 is gratefully acknowledged.  Institutional Review Board Statement: Not applicable.  Informed Consent Statement: Not applicable.  Data Availability Statement: The experimental data on the results reported in this manuscript are  available upon on official request to the corresponding authors.  Conflicts of Interest: The authors declare no conflict of interest.  References  1. Carneiro, J.N.P.; da Cruz, R.P.; Campina, F.F.; Costa, M.d.S.; dos Santos, A.T.L.; Sales, D.L.; Bezerra, C.F.; da Silva, L.E.; de  Araujo, J.P.; do Amaral, W.; et al. GC/MS Analysis and Antimicrobial Activity of the Piper Mikanianum (Kunth) Steud. Essential  Oil. Food Chem. Toxicol. 2020, 135, 110987. https://doi.org/10.1016/j.fct.2019.110987.  2. Mahboubi, M. Mentha Spicata as Natural Analgesia for Treatment of Pain in Osteoarthritis Patients. Complement Clin. Pr. 2017,  26, 1–4. https://doi.org/10.1016/j.ctcp.2016.11.001.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  15  of  19  3. Oliva, A.; Costantini, S.; de Angelis, M.; Garzoli, S.; Božović, M.; Mascellino, M.T.; Vullo, V.; Ragno, R. High Potency of Mela‐ leuca Alternifolia Essential Oil against Multi‐Drug Resistant Gram‐Negative Bacteria and Methicillin‐Resistant Staphylococcus  Aureus. Molecules 2018, 23, 2584. https://doi.org/10.3390/molecules23102584.  4. Wińska, K.; Mączka, W.; Łyczko, J.; Grabarczyk, M.; Czubaszek, A.; Szumny, A. Essential Oils as Antimicrobial Agents—Myth  or Real Alternative? Molecules 2019, 24, 2130. https://doi.org/10.3390/molecules24112130.  5. Burt, S. Essential Oils: Their Antibacterial Properties and Potential Applications in Foods—a Review. Int. J. Food Microbiol. 2004,  94, 223–253. https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2004.03.022.  6. Aruoma, O.I. Free Radicals, Oxidative Stress, and Antioxidants in Human Health and Disease. J. Am. Oil Chem. Soc. 1998, 75,  199–212. https://doi.org/10.1007/s11746‐998‐0032‐9.  7. Marinescu, R.; Antoniac, I.; Laptoiu, D.; Antoniac, A.; Grecu, D. Complications Related to Biocomposite Screw Fixation in ACL  Reconstruction Based on Clinical Experience and Retrieval Analysis. Mater. Plast. 2015, 52, 340–344.  8. Gheorghe, D.; Pop, D.M.; Ciocoiu, R.; Trante, O.; Milea, C.; Mohan, A.G.; Benea, H.; Saceleanu, V. Microstructure Development  in Titanium and Its Alloys Used for Medical Applications. UPB Sci. Bull. Ser. B Chem. Mater. Sci. 2019, 81, 244–258.  9. Baltatu, I.; Sandu, A.V.; Vlad, M.D.; Spataru, M.C.; Vizureanu, P.; Baltatu, M.S. Mechanical Characterization and In Vitro Assay  of Biocompatible Titanium Alloys. Micromachines 2022, 13, 430. https://doi.org/10.3390/mi13030430.  10. Perju, M.C.; Nejneru, C.; Vizureanu, P.; Aelenei, A.A.; Sandu, A.; Sachelarie, L.; Nabialek, M. Some Aspects Concerning Tita‐ nium Coverage with Hydroxyapatite. Arch. Metall. Mater. 2022, 67, 521–527. https://doi.org/10.24425/amm.2022.137785.  11. Vizureanu, P.; Yamaguchi, S.; Le, P.T.M.; Baltatu, M.S. Biocompatibility Evaluation of New Timosi Alloys. In Proceedings of  the Applications of Physics in Mechanical and Material Engineering APMME 2020, Częstochowa, Poland 1 August 2020; Vol‐ ume 138, pp. 283–286.  12. Robu, A.; Antoniac, A.; Grosu, E.; Vasile, E.; Raiciu, A.D.; Iordache, F.; Antoniac, V.I.; Rau, J.V.; Yankova, V.G.; Ditu, L.M.; et al.  Additives  Imparting  Antimicrobial  Properties  to  Acrylic  Bone  Cements.  Materials  2021,  14,  7031.  https://doi.org/10.3390/ma14227031.  13. Pantea, M.; Antoniac, I.; Trante, O.; Ciocoiu, R.; Fischer, C.A.; Traistaru, T. Correlations between Connector Geometry and  Strength  of  Zirconia‐Based  Fixed  Partial  Dentures.  Mater.  Chem  Phys.  2019,  222,  96–109.  https://doi.org/10.1016/j.matchem‐ phys.2018.09.063.  14. Cavalu, S.; Antoniac, I.V.; Mohan, A.; Bodog, F.; Doicin, C.; Mates, I.; Ulmeanu, M.; Murzac, R.; Semenescu, A. Nanoparticles  and  Nanostructured  Surface  Fabrication  for  Innovative  Cranial  and  Maxillofacial  Surgery.  Materials  2020,  13,  5391.  https://doi.org/10.3390/ma13235391.  15. Mavrodin, C.I.; Pariza, G.; Ion, D.; Antoniac, V.I. Abdominal Compartment Syndrome—A Major Complication of Large Inci‐ sional Hernia Surgery. Chirurgia 2015, 108, 414–417.  16. Pariza, G.; Mavrodin, C.; Antoniac, I. Dependency Between the Porosity and Polymeric Structure of Biomaterials Used in Hernia  Surgery and Chronic Mesh—Infection. Mater. Plast. 2015, 52, 484–486.  17. Manescu,  V.;  Paltanea,  G.;  Antoniac,  I.;  Vasilescu,  M.  Magnetic  Nanoparticles  Used  in  Oncology.  Materials  2021,  14,  5948.  https://doi.org/10.3390/ma14205948.  18. Moldovan, H.; Gheorghita, D.; Antoniac, I.; Gheorghe, D.; Fiori, F.; Mohan, A.; Raftu, G.; Ionel, C.; Costache, V. Bioadhesives  Used in Cardiovascular Surgery. Rev. De Chim. 2018, 69, 2799–2803. https://doi.org/10.37358/RC.18.10.6627.  19. Costache, V.S.; Meekel, J.P.; Costache, A.; Melnic, T.; Solomon, C.; Chitic, A.M.; Bucurenciu, C.; Moldovan, H.; Antoniac, I.;  Candea, G.; et al. Geometric Analysis of Type B Aortic Dissections Shows Aortic Remodeling After Intervention Using Multi‐ layer Stents. Materials 2020, 13, 2274. https://doi.org/10.3390/ma13102274.  20. Maddheshiya, S.; Ahmad, A.; Ahmad, W.; Zakir, F.; Aggarwal, G. Essential Oils for the Treatment of Skin Anomalies: Scope  and Potential. South Afr. J. Bot. 2022, in press.  21. Tabassum, N.; Hamdani, M. Plants Used to Treat Skin Diseases. Pharmacogn. Rev. 2014, 8, 52–60.  22. Yoon, W.‐J.; Kim, S.‐S.; Oh, T.‐H.; Lee, N.H.; Hyun, C.‐G. Abies Koreana Essential Oil Inhibits Drug‐Resistant Skin Pathogen  Growth and LPS‐Induced Inflammatory Effects of Murine Macrophage. Lipids 2009, 44, 471–476. https://doi.org/10.1007/s11745‐ 009‐3297‐3.  23. Can, K.H.; Demirci, B.; Iscan, G.; Hashimoto, T.; Demirci, F.; Noma, Y.; Asakawa, Y. The Essential Oil Constituents and Antimi‐ crobial Activity of Anthemis Aciphylla BOISS. Var. Discoidea BOISS; Chem. Pharm. Bull. 2006, 54, 222–225.  24. Hsouna, A.; Hamdi, N.; Halima, N. ben; Abdelkafi, S. Characterization of Essential Oil from Citrus Aurantium L. Flowers:  Antimicrobial and Antioxidant Activities. J. Oleo Sci. 2013, 62, 763–772. https://doi.org/10.5650/jos.62.763.  25. Hamoud, R.; Sporer, F.; Reichling, J.; Wink, M. Antimicrobial Activity of a Traditionally Used Complex Essential Oil Distillate  (Olbas   Tropfen)  in  Comparison  to  Its  Individual  Essential  Oil  Ingredients.  Phytomedicine  2012,  19,  969–976.  https://doi.org/10.1016/j.phymed.2012.05.014.  26. Mota, A.S.; Martins, M.R.; Arantes, S.; Lopes, V.R.; Bettencourt, E.; Pombal, S.; Gomes, A.C.; Silva, L.A. Antimicrobial Activity  and Chemical Composition of the Essential Oils of Portuguese Foeniculum Vulgare Fruits. Nat. Prod. Commun 2015, 10, 673–676.  https://doi.org/10.1177/1934578X1501000437.  27. Cardile, V.; Russo, A.; Formisano, C.; Rigano, D.; Senatore, F.; Arnold, N.A.; Piozzi, F. Essential Oils of Salvia Bracteata and  Salvia Rubifolia from Lebanon: Chemical Composition, Antimicrobial Activity and Inhibitory Effect on Human Melanoma  Cells. J. Ethnopharmacol. 2009, 126, 265–272. https://doi.org/10.1016/j.jep.2009.08.034.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  16  of  19  28. de Rapper, S.; Kamatou, G.; Viljoen, A.; van Vuuren, S. The in Vitro Antimicrobial Activity of Lavandula Angustifolia Essential  Oil  in  Combination  with  Other  Aroma‐Therapeutic  Oils.  Evid. ‐Based  Complementary  Altern.  Med.  2013,  2013,  852049.  https://doi.org/10.1155/2013/852049.  29. Daaboul, H.E.; Dagher, C.; Taleb, R.I.; Bodman‐Smith, K.; Shebaby, W.N.; El‐Sibai, M.; Mroueh, M.A.; Daher, C.F. The Chemo‐ therapeutic Effect of β‐2‐Himachalen‐6‐Ol in Chemically Induced Skin Tumorigenesis. Biomed. Pharmacother. 2018, 103, 443–452.  https://doi.org/10.1016/j.biopha.2018.04.027.  30. Shiva Kumar, A.; Jeyaprakash, K.; Chellappan, D.R.; Murugan, R. Vasorelaxant and Cardiovascular Properties of the Essential  Oil of Pogostemon Elsholtzioides. J. Ethnopharmacol. 2017, 199, 86–90. https://doi.org/10.1016/j.jep.2017.01.036.  31. Adefegha, S.A.; Olasehinde, T.A.; Oboh, G. Essential oil composition, antioxidant, antidiabetic and antihypertensive properties  of two Afromomum species. J. Oleo Sci. 2017, 66, 51–63. https://doi.org/10.5650/jos.ess16029.  32. Singh, V.; Jain, M.; Misra, A.; Khanna, V.; Rana, M.; Prakash, P.; Malasoni, R.; Dwivedi, A.K.; Dikshit, M.; Barthwal, M.K. Cur‐ cuma Oil Ameliorates Hyperlipidaemia and Associated Deleterious Effects in Golden Syrian Hamsters. Br. J. Nutr. 2013, 110,  437–446. https://doi.org/10.1017/S0007114512005363.  33. Lin, L.‐Y.; Chuang, C.‐H.; Chen, H.‐C.; Yang, K.‐M. Lime (Citrus Aurantifolia (Christm.) Swingle) Essential Oils: Volatile Com‐ pounds, Antioxidant Capacity, and Hypolipidemic Effect. Foods 2019, 8, 398. https://doi.org/10.3390/foods8090398.  34. Koubaa‐Ghorbel, F.; Chaâbane, M.; Turki, M.; Makni‐Ayadi, F.; el Feki, A. The Protective Effects of Salvia Officinalis Essential  Oil Compared to Simvastatin against Hyperlipidemia, Liver, and Kidney Injuries in Mice Submitted to a High‐fat Diet. J. Food  Biochem 2020, 44, e13160. https://doi.org/10.1111/jfbc.13160.  35. Moslemi, F.; Alijaniha, F.; Naseri, M.; Kazemnejad, A.; Charkhkar, M.; Heidari, M.R. Citrus Aurantium Aroma for Anxiety in  Patients with Acute Coronary Syndrome: A Double‐Blind Placebo‐Controlled Trial. J. Altern. Complementary Med. 2019, 25, 833– 839. https://doi.org/10.1089/acm.2019.0061.  36. Song, E.J.; Lee, M.Y. Effects of Aromatherapy on Stress Responses, Autonomic Nervous System Activity and Blood Pressure in  the  Patients  Undergoing  Coronary  Angiography:  A  Non‐Randomized  Controlled  Trial.  J.  Korean  Acad.  Nurs.  2018,  48,  1.  https://doi.org/10.4040/jkan.2018.48.1.1.  37. Elbahnasawy, A.S.; Valeeva, E.R.; El‐Sayed, E.M.; Rakhimov, I.I. The Impact of Thyme and Rosemary on Prevention of Osteo‐ porosis in Rats. J. Nutr. Metab. 2019, 2019, 1431384. https://doi.org/10.1155/2019/1431384.  38. Sapkota, M.; Li, L.; Kim, S.‐W.; Soh, Y. Thymol Inhibits RANKL‐Induced Osteoclastogenesis in RAW264.7 and BMM Cells and  LPS‐Induced Bone Loss in Mice. Food Chem. Toxicol. 2018, 120, 418–429. https://doi.org/10.1016/j.fct.2018.07.032.  39. Belkhodja, H.; Meddah, B.; Meddah TirTouil, A.; Sli.imani, K.; Tou, A. Radiographic and Histopathologic Analysis on Osteoar‐ thritis  Rat  Model  Treated  with  Essential  Oils  of  Rosmarinus  Officinalis  and  Populus  Alba.  Pharm.  Sci.  2017,  23,  12–17.  https://doi.org/10.15171/PS.2017.03.  40. Funk, J.L.; Frye, J.B.; Oyarzo, J.N.; Chen, J.; Zhang, H.; Timmermann, B.N. Anti‐Inflammatory Effects of the Essential Oils of  Ginger  (Zingiber  Officinale  Roscoe)  in  Experimental  Rheumatoid  Arthritis.  PharmaNutrition  2016,  4,  123–131.  https://doi.org/10.1016/j.phanu.2016.02.004.  41. Xu, C.; Sheng, S.; Dou, H.; Chen, J.; Zhou, K.; Lin, Y.; Yang, H. α‐Bisabolol Suppresses the Inflammatory Response and ECM  Catabolism  in  Advanced  Glycation  End  Products‐Treated  Chondrocytes  and  Attenuates  Murine  Osteoarthritis.  Int.  Im‐ munopharmacol. 2020, 84, 106530. https://doi.org/10.1016/j.intimp.2020.106530.  42. Gomes, B.S.; Neto, B.P.S.; Lopes, E.M.; Cunha, F.V.M.; Araújo, A.R.; Wanderley, C.W.S.; Wong, D.V.T.; Júnior, R.C.P.L.; Ribeiro,  R.A.; Sousa, D.P.; et al. Anti‐Inflammatory Effect of the Monoterpene Myrtenol Is Dependent on the Direct Modulation of Neu‐ trophil Migration and Oxidative Stress. Chem. Biol. Interact. 2017, 273, 73–81. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2017.05.019.  43. BI, J.‐P.; LI, P.; XU, X.‐X.; WANG, T.; LI, F. Anti‐Rheumatoid Arthritic Effect of Volatile Components in Notopterygium Incisum  in  Rats  via  Anti‐Inflammatory  and  Anti‐Angiogenic  Activities.  Chin.  J.  Nat.  Med.  2018,  16,  926–935.  https://doi.org/10.1016/S1875‐5364(18)30134‐1.  44. Nasiri, A.; Mahmodi, M.A.; Nobakht, Z. Effect of Aromatherapy Massage with Lavender Essential Oil on Pain in Patients with  Osteoarthritis  of  the  Knee:  A  Randomized  Controlled  Clinical  Trial.  Complementary  Ther.  Clin.  Pract.  2016,  25,  75–80.  https://doi.org/10.1016/j.ctcp.2016.08.002.  45. Miranda, L.L.; Guimarães‐Lopes, V.d.P.; Altoé, L.S.; Sarandy, M.M.; Melo, F.C.S.A.; Novaes, R.D.; Gonçalves, R.V. Plant Extracts  in the Bone Repair Process: A Systematic Review. Mediat. Inflamm. 2019, 2019, 1296153. https://doi.org/10.1155/2019/1296153.  46. Damlar, İ.; Arpağ, O.F.; Tatli, U.; Altan, A. Effects of Hypericum Perforatum on the Healing of Xenografts: A Histomorphomet‐ ric Study in Rabbits. Br. J. Oral Maxillofac. Surg. 2017, 55, 383–387. https://doi.org/10.1016/j.bjoms.2016.12.003.  47. Chircov, C.; Miclea, I.I.; Grumezescu, V.; Grumezescu, A.M. Essential Oils for Bone Repair and Regeneration—Mechanisms and  Applications. Materials 2021, 14, 1867. https://doi.org/10.3390/ma14081867.  48. Maver, T.; Kurečič, M.; Maja Smrke, D.; Stana Kleinschek, K.; Maver, U. Plant‐Derived Medicines with Potential Use in Wound  Treatment. In Herbal Medicine; IntechOpen, 2019.  49. Dauqan, E.M.; Abdullah, A.Medicinal and Functional Values of Thyme (Thymus Vulgaris L.) Herb. J. Appl. Biol. Biotechnol. 2017.  https://doi.org/10.7324/jabb.2017.50203.  50. Dursun, N.; Liman, N.; Özyazgan, İ.; Güneş, I.; Saraymen, R. Role of Thymus Oil in Burn Wound Healing. J. Burn Care Rehabil.  2003, 24, 395–399. https://doi.org/10.1097/01.BCR.0000095513.67541.0F.  51. Komarcević, A. The Modern Approach to Wound Treatment. Med. Pregl. 2000, 53, 363–368.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  17  of  19  52. Bozin, B.; Mimica‐Dukic, N.; Simin, N.; Anackov, G. Characterization of the Volatile Composition of Essential Oils of Some  Lamiaceae Spices and the Antimicrobial and Antioxidant Activities of the Entire Oils. J. Agric. Food Chem. 2006, 54, 1822–1828.  https://doi.org/10.1021/jf051922u.  53. Shin, S.; Kim, J.H. In Vitro Inhibitory Activities of Essential Oils from Two Korean Thymus Species against Antibiotic‐Resistant  Pathogens. Arch. Pharmacal Res. 2005, 28, 897–901.  54. Balahbib, A.; el Omari, N.; Hachlafi, N.; Lakhdar, F.; el Menyiy, N.; Salhi, N.; Mrabti, H.N.; Bakrim, S.; Zengin, G.; Bouyahya,  A.  Health  Beneficial  and  Pharmacological  Properties  of  P‐Cymene.  Food  Chem.  Toxicol.  2021,  153,  112259.  https://doi.org/10.1016/j.fct.2021.112259.  55. Bilenler, T.; Gokbulut, I.; Sislioglu, K.; Karabulut, I. Antioxidant and Antimicrobial Properties of Thyme Essential Oil Encapsu‐ lated in Zein Particles. Flavour Fragr J 2015, 30, 392–398. https://doi.org/10.1002/ffj.3254.  56. Sousa, L.G.V.; Castro, J.; Cavaleiro, C.; Salgueiro, L.; Tomás, M.; Palmeira‐Oliveira, R.; Martinez‐Oliveira, J.; Cerca, N. Synergis‐ tic Effects of Carvacrol, α‐Terpinene, γ‐Terpinene, ρ‐Cymene and Linalool against Gardnerella Species. Sci. Rep. 2022, 12, 4417.  https://doi.org/10.1038/s41598‐022‐08217‐w.  57. El‐Guendouz, S.; Aazza, S.; Dandlen, S.A.; Majdoub, N.; Lyoussi, B.; Raposo, S.; Antunes, M.D.; Gomes, V.; Miguel, M.G. Anti‐ oxidant Activity of Thyme Waste Extract in O/W Emulsions. Antioxidants 2019, 8, 243. https://doi.org/10.3390/antiox8080243.  58. Amorati, R.; Foti, M.C.; Valgimigli, L. Antioxidant Activity of Essential Oils. J. Agric. Food Chem. 2013, 61, 10835–10847.  59. Tepe, B.; Sokmen, M.; Akpulat, H.A.; Daferera, D.; Polissiou, M.; Sokmen, A. Antioxidative Activity of the Essential Oils of  Thymus Sipyleus Subsp. Sipyleus Var. Sipyleus and Thymus Sipyleus Subsp. Sipyleus Var. Rosulans. J. Food Eng. 2005, 66, 447– 454. https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2004.04.015.  60. Vardar‐Ünlü, G.; Candan, F.; Sókmen, A.; Daferera, D.; Polissiou, M.; Sökmen, M.; Dönmez, E.; Tepe, B. Antimicrobial and  Antioxidant Activity of the Essential Oil and Methanol Extracts of Thymus Pectinatus Fisch. et Mey. Var. Pectinatus (Lami‐ aceae). J. Agric. Food Chem. 2003, 51, 63–67. https://doi.org/10.1021/jf025753e.  61. Salehi, B.; Mishra, A.P.; Shukla, I.; Sharifi‐Rad, M.; Contreras, M.d.M.; Segura‐Carretero, A.; Fathi, H.; Nasrabadi, N.N.; Ko‐ barfard, F.; Sharifi‐Rad, J. Thymol, Thyme, and Other Plant Sources: Health and Potential Uses. Phytother. Res. 2018, 32, 1688– 1706.  62. Pandur, E.; Micalizzi, G.; Mondello, L.; Horváth, A.; Sipos, K.; Horváth, G. Antioxidant and Anti‐Inflammatory Effects of Thyme  (Thymus Vulgaris L.) Essential Oils Prepared at Different Plant Phenophases on Pseudomonas Aeruginosa LPS‐Activated THP‐ 1 Macrophages. Antioxidants 2022, 11, 1330. https://doi.org/10.3390/antiox11071330.  63. Pinto, E.; Salgueiro, L.R.; Cavaleiro, C.; Palmeira, A.; Gonçalves, M.J. In Vitro Susceptibility of Some Species of Yeasts and  Filamentous  Fungi  to  Essential  Oils  of  Salvia  Officinalis.  Ind.  Crops  Prod.  2007,  26,  135–141.  https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2007.02.004.  64. Abu‐Darwish, M.S.; Cabral, C.; Ferreira, I.; Gonçalves, M.J.; Cavaleiro, C.; Cruz, M.T.; Al‐Bdour, T.H.; Salgueiro, L. Essential  Oil of Common Sage (Salvia Officinalis L.) from Jordan: Assessment of Safety in Mammalian Cells and Its Antifungal and Anti‐ Inflammatory Potential. Biomed. Res. Int. 2013, 2013, 538940. https://doi.org/10.1155/2013/538940.  65. ben Farhat, M.; Jordán, M.J.; Chaouech‐Hamada, R.; Landoulsi, A.; Sotomayor, J.A. Variations in Essential Oil, Phenolic Com‐ pounds,  and  Antioxidant  Activity  of  Tunisian  Cultivated  Salvia  Officinalis  L.  J.  Agric  Food  Chem.  2009,  57,  10349–10356.  https://doi.org/10.1021/jf901877x.  66. Ozkan, A.; Erdogan, A.; Sokmen, M.; Tugrulay, S.; Unal, O. Antitumoral and Antioxidant Effect of Essential Oils and in Vitro  Antioxidant  Properties  of  Essential  Oils  and  Aqueous  Extracts  from  Salvia  Pisidica.  Biologia  2010,  65,  990–996.  https://doi.org/10.2478/s11756‐010‐0108‐5.  67. Ruberto, G.; Baratta, M.T. Antioxidant Activity of Selected Essential Oil Components in Two Lipid Model Systems. Food Chem  2000, 69, 167–174. https://doi.org/10.1016/S0308‐8146(99)00247‐2.  68. Msaada, K.; Salem, N.; Bachrouch, O.; Bousselmi, S.; Tammar, S.; Alfaify, A.; al Sane, K.; ben Ammar, W.; Azeiz, S.; Haj Brahim,  A.; et al. Chemical Composition and Antioxidant and Antimicrobial Activities of Wormwood (Artemisia Absinthium L.) Essen‐ tial Oils and Phenolics. J. Chem. 2015, 2015, 804658. https://doi.org/10.1155/2015/804658.  69. Msaada, K.; Hosni, K.; Salem, N. Comparison of Different Extraction Methods for the Determination of Essential Oils and Re‐ lated Compounds from Coriander (Coriandrum Sativum L.) Characterization of Bioactive Molecules Produced by Novel Strep‐ tomyces Strains View Project. Anal. Bioanal. Chem. 2014, 387, 2207–2217.  70. Joshi, H.; Parle, M. Cholinergic Basis of Memory‐Strengthening Effect of Foeniculum Vulgare Linn. J. Med. Food 2006, 9, 413– 417.  71. Anwar, F.; Ali, M.; Hussain, A.I.; Shahid, M. Antioxidant and Antimicrobial Activities of Essential Oil and Extracts of Fennel  (Foeniculum Vulgare Mill.) Seeds from Pakistan. Flavour. Fragr. J. 2009, 24, 170–176. https://doi.org/10.1002/ffj.1929.  72. Vecchio, M.G.; Loganes, C.; Minto, C. Beneficial and Healthy Properties of Eucalyptus Plants: A Great Potential Use. Open Agric.  J. 2016, 10, 52–57. https://doi.org/10.2174/1874331501610010052.  73. Hirigoyen, A.; Varo‐Martinez, M.A.; Rachid‐Casnati, C.; Franco, J.; Navarro‐Cerrillo, R.M. Stand Characterization of Eucalyptus  Spp.  Plantations  in  Uruguay  Using  Airborne  Lidar  Scanner  Technology.  Remote  Sens.  2020,  12,  3947.  https://doi.org/10.3390/rs12233947.  74. Vieira, T.A.S.; Arriel, T.G.; Zanuncio, A.J.V.; Carvalho, A.G.; Branco‐Vieira, M.; Carabineiro, S.A.C.; Trugilho, P.F. Determina‐ tion  of  the  Chemical  Composition  of  Eucalyptus  Spp.  For  Cellulosic  Pulp  Production.  Forests  2021,  12,  1649.  https://doi.org/10.3390/f12121649.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  18  of  19  75. Mahleyuddin, N.N.; Moshawih, S.; Ming, L.C.; Zulkifly, H.H.; Kifli, N.; Loy, M.J.; Sarker, M.M.R.; Al‐Worafi, Y.M.; Goh, B.H.;  Thuraisingam, S. et al. Coriandrum Sativum L.: A Review on Ethnopharmacology, Phytochemistry, and Cardiovascular Bene‐ fits. Molecules 2021, 27, 209. https://doi.org/10.3390/molecules27010209.  76. Salem, M.Z.M.; Ashmawy, N.A.; Elansary, H.O.; El‐Settawy, A.A. Chemotyping of Diverse Eucalyptus Species Grown in Egypt  and  Antioxidant  and  Antibacterial  Activities  of  Its  Respective  Essential  Oils.  Nat.  Prod.  Res.  2015,  29,  681–685.  https://doi.org/10.1080/14786419.2014.981539.  77. Silori, G.K.; Kushwaha, N.; Kumar, V. Essential Oils from Pines: Chemistry and Applications. In Essential Oil Research; Springer:  Cham, Switzerland, 2019; pp. 275–297, https://doi.org/10.1007/978‐3‐030‐16546‐8_10.   78. Bhalla, B.; Saini, M.S.; Jha, M.K. Effect of Age and Seasonal Variation on Leachate Characteristics of Municipal Solid Waste  Landfill. Int. J. Res. Eng. Technol. 2013, 02, 223–232. https://doi.org/10.15623/ijret.2013.0208037.  79. Theis,  N.;  Lerdau,  M.  The  Evolution  of  Function  in  Plant  Secondary  Metabolites.  Int.  J.  Plant  Sci.  2003,  164,  S93–S102.  https://doi.org/10.1086/374190.  80. Cox‐Georgian, D.; Ramadoss, N.; Dona, C.; Basu, C. Therapeutic and Medicinal Uses of Terpenes. In Medicinal Plants: From Farm  to Pharmacy; Springer: Cham, Switzerland, 2019; pp. 333–359 ISBN 9783030312695, https://doi.org/10.1007/978‐3‐030‐31269‐5_15.  81. Moreira, M.R.; Ponce, A.G.; del Valle, C.E.; Roura, S.I. Inhibitory Parameters of Essential Oils to Reduce a Foodborne Pathogen.  LWT Food Sci. Technol. 2005, 38, 565–570. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2004.07.012.  82. Jeong, M.S.; Park, S.J.; Han, E.J.; Park, S.Y.; Kim, M.J.; Jung, K.; Cho, S.H.; Kim, S.Y.; Yoon, W.J.; Ahn, G.; et al. Pinus Thunbergii  PARL Leaf Protects against Alcohol‐Induced Liver Disease by Enhancing Antioxidant Defense Mechanism in BALB/c Mice. J.  Funct. Foods 2020, 73, 104116. https://doi.org/10.1016/j.jff.2020.104116.  83. Koutsaviti, A.; Toutoungy, S.; Saliba, R.; Loupassaki, S.; Tzakou, O.; Roussis, V.; Ioannou, E. Antioxidant Potential of Pine Nee‐ dles:  A  Systematic  Study  on  the  Essential  Oils  and  Extracts  of  46  Species  of  the  Genus  Pinus.  Foods  2021,  10,  142.  https://doi.org/10.3390/foods10010142.  84. Mármol, I.; Quero, J.; Jiménez‐Moreno, N.; Rodríguez‐Yoldi, M.J.; Ancín‐Azpilicueta, C. A Systematic Review of the Potential  Uses of Pine Bark in Food Industry and Health Care. Trends Food Sci Technol 2019, 88, 558–566.  85. Xie, Q.; Liu, Z.; Li, Z. Chemical Composition and Antioxidant Activity of Essential Oil of Six Pinus Taxa Native to China. Mol‐ ecules 2015, 20, 9380–9392. https://doi.org/10.3390/molecules20059380.  86. Zeng, W.‐C.; Zhang, Z.; Gao, H.; Jia, L.‐R.; He, Q. Chemical Composition, Antioxidant, and Antimicrobial Activities of Essential  Oil from Pine Needle (Cedrus Deodara). J. Food Sci. 2012, 77, C824–C829. https://doi.org/10.1111/j.1750‐3841.2012.02767.x.  87. ISO279:1998—Essential Oils‐Determination of Relative Density at 20 °C‐Reference Method; ISO: Geneva, Switzerland, 1998.  88. Council of Europe; European Pharmacopoeia Commission; European Directorate for the Quality of Medicines & Healthcare  EDQM. European Pharmacopoeia; Council of Europe: Strasbourg, France, 2013; ISBN 9789287189127.  89. Benzie, I.F.F.; Strain, J.J. The Ferric Reducing Ability of Plasma (FRAP) as a Measure of “Antioxidant Power”: The FRAP Assay.  Anal. Biochem. 1996, 239, 70–76. https://doi.org/10.1006/abio.1996.0292.  90. Gaspar‐Pintiliescu, A.; Popescu, A.F. Antioxidant and Acetylcholinesterase Inhibition Capacity of Hyrosols from Lamiaceae  Plants for Biopesticide Use. The Role of Phenolic Compounds. Res. Sq. 2022. https://doi.org/10.21203/rs.3.rs‐1288970/v1.  91. Fierascu, I.; Ditu, L.M.; Sutan, A.N.; Drăghiceanu, O.A.; Fierascu, R.C.; Avramescu, S.M.; Lungulescu, E.M.; Nicula, N.; Soare,  L.C. Influence of Gamma Irradiation on the Biological Properties of Asplenium Scolopendrium L. Hydroalcoholic Extracts.  Radiat. Phys. Chem. 2021, 181, 109175. https://doi.org/10.1016/j.radphyschem.2020.109175.  92. Caldefie‐Chézet, F.; Guerry, M.; Chalchat, J.‐C.; Fusillier, C.; Vasson, M.‐P.; Guillot, J. Anti‐Inflammatory Effects of Melaleuca  Alternifolia  Essential  Oil  on  Human  Polymorphonuclear  Neutrophils  and  Monocytes.  Free  Radic.  Res.  2004,  38,  805–811.  https://doi.org/10.1080/1071576042000220247.  93. Dhifi, W.; Bellili, S.; Jazi, S.; Bahloul, N.; Mnif, W. Essential Oils’ Chemical Characterization and Investigation of Some Biological  Activities: A Critical Review. Medicines 2016, 3, 25. https://doi.org/10.3390/medicines3040025.  94. Galili, S.; Hovav, R. Determination of Polyphenols, Flavonoids, and Antioxidant Capacity in Dry Seeds. In Polyphenols in Plants;  Elsevier: Amsterdam, Netherlands, 2014; pp. 305–323.  95. de Christo Scherer, M.M.; Marques, F.M.; Figueira, M.M.; Peisino, M.C.O.; Schmitt, E.F.P.; Kondratyuk, T.P.; Endringer, D.C.;  Scherer, R.; Fronza, M. Wound Healing Activity of Terpinolene and α‐Phellandrene by Attenuating Inflammation and Oxida‐ tive Stress in Vitro. J. Tissue Viability 2019, 28, 94–99. https://doi.org/10.1016/j.jtv.2019.02.003.  96. Ilijeva, R.; Buchbauer, G. Biological Properties of Some Volatile Phenylpropanoids. Nat. Prod. Commun. 2016, 11, 1619‐1629.  97. Puškárová, A.; Bučková, M.; Kraková, L.; Pangallo, D.; Kozics, K. The Antibacterial and Antifungal Activity of Six Essential Oils  and Their Cyto/Genotoxicity to Human HEL 12469 Cells. Sci. Rep. 2017, 7, 8211. https://doi.org/10.1038/s41598‐017‐08673‐9.  98. Semeniuc,  C.A.;  Pop,  C.R.;  Rotar, A.M. Antibacterial Activity  and  Interactions  of  Plant  Essential Oil Combinations against  Gram‐Positive and Gram‐Negative Bacteria. J. Food Drug Anal. 2017, 25, 403–408. https://doi.org/10.1016/j.jfda.2016.06.002.  99. Tampieri, M.P.; Galuppi, R.; Macchioni, F.; Carelle, M.S.; Falcioni, L.; Cioni, P.L.; Morelli, I. The Inhibition of Candida Albicans  by Selected Essential Oils and Their Major Components. Mycopathologia 2005, 159, 339–345. https://doi.org/10.1007/s11046‐003‐ 4790‐5.  100. Xiao, S.; Cui, P.; Shi, W.; Zhang, Y. Identification of Essential Oils with Activity against Stationary Phase Staphylococcus Aureus.  BMC Complement Med. 2020, 20, 99. https://doi.org/10.1186/s12906‐020‐02898‐4.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  19  of  19  101. Sharifi, A.; Mohammadzadeh, A.; Zahraei Salehi, T.; Mahmoodi, P. Antibacterial, Antibiofilm and Antiquorum Sensing Effects  of Thymus Daenensis and Satureja Hortensis Essential Oils against Staphylococcus Aureus Isolates. J. Appl. Microbiol. 2018, 124, 379– 388. https://doi.org/10.1111/jam.13639.  102. Cui, H.; Zhang, X.; Zhou, H.; Zhao, C.; Lin, L. Antimicrobial Activity and Mechanisms of Salvia Sclarea Essential Oil. Bot. Stud.  2015, 56, 16. https://doi.org/10.1186/s40529‐015‐0096‐4.  http://www.deepdyve.com/assets/images/DeepDyve-Logo-lg.png Applied Sciences Multidisciplinary Digital Publishing Institute

In Vitro Antibacterial Activity of Some Plant Essential Oils against Four Different Microbial Strains

Loading next page...
 
/lp/multidisciplinary-digital-publishing-institute/in-vitro-antibacterial-activity-of-some-plant-essential-oils-against-7phlzel8hf

References

References for this paper are not available at this time. We will be adding them shortly, thank you for your patience.

Publisher
Multidisciplinary Digital Publishing Institute
Copyright
© 1996-2022 MDPI (Basel, Switzerland) unless otherwise stated Disclaimer The statements, opinions and data contained in the journals are solely those of the individual authors and contributors and not of the publisher and the editor(s). MDPI stays neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations. Terms and Conditions Privacy Policy
ISSN
2076-3417
DOI
10.3390/app12199482
Publisher site
See Article on Publisher Site

Abstract

Article  In Vitro Antibacterial Activity of Some Plant Essential Oils  against Four Different Microbial Strains  1 1, 1 1,2 3,4 Daniela Gheorghita  , Alina Robu  *, Aurora Antoniac  , Iulian Antoniac  , Lia Mara Ditu  ,   5,6 6 1 7 Anca‐Daniela Raiciu  , Justinian Tomescu  , Elena Grosu   and Adriana Saceleanu      Faculty of Material Science and Engineering, University Politehnica of Bucharest, 313 Splaiul Independentei  Street, District 6, 060042 Bucharest, Romania    Academy of Romanian Scientists, 54 Splaiul Independentei Street, District 5, 050094 Bucharest, Romania    Microbiology Department, Faculty of Biology, University of Bucharest, Intr. Portocalelor 1‐3,   060101 Bucharest, Romania    Research Institute of the University of Bucharest, Sos. Panduri 90, 050663 Bucharest, Romania    Faculty of Pharmacy, Titu Maiorescu University, 22 Dambovnicului Street, District 4,   040441 Bucharest, Romania    S.C. Hofigal Import Export S.A., 2 Intrarea Serelor Street, District 4, 042124 Bucharest, Romania    Medicine Faculty, Lucian Blaga University of Sibiu, 10 Victoriei Blvd., 550024 Sibiu, Romania  *  Correspondence: alinarobu2021@gmail.com  Abstract: This study evaluates the antimicrobial and antioxidant activities of five essential oils (EO):  pine oil, thyme oil, sage oil, fennel oil, and eucalyptus essential oils. To identify the chemical com‐ position of the essential oils, we used gas chromatography coupled to a mass spectrometer (GC‐ MS). EO are predominantly characterized by the presence of monoterpene hydrocarbons and oxy‐ genated monoterpenes, except in the case of fennel essential oil which contains phenylpropanoids  Citation: Gheorghita, D.; Robu, A.;  as its main components. The antimicrobial activity of the EO was highlighted on four standard mi‐ Antoniac, A.; Antoniac, I.; Ditu,  crobial strains (two Gram‐negative strains‐Escherichia coli ATCC 25922 and Pseudomonas aeruginosa  L.M.; Raiciu, A.‐D.; Tomescu, J.;  ATCC 27853; one Gram‐positive strain Staphylococcus aureus ATCC 25923, and one yeast strain‐Can‐ Grosu, E.; Saceleanu, A. In Vitro   dida albicans ATCC 10231). Antimicrobial activity was assessed by measuring the diameter of the  Antibacterial Activity of Some Plant  inhibition zone, and by determining the values of the minimum inhibitory concentration (MIC) and  Essential Oils against Four Different  minimum concentration of biofilm eradication (MCBE). Analyzing the diameter values of the inhi‐ Microbial Strains. Appl. Sci. 2022, 12,  bition zones we observed increased efficiency of thyme essential oil, which showed the highest val‐ 9482. https://doi.org/10.3390/app  12199482  ues for all tested microbial species. The results of tests performed in a liquid confirm the high sen‐ sitivity of the standard strain Escherichia coli ATCC 25922 to the action of all essential oils, the lowest  Academic Editors: Andrei Victor  values of MIC being recorded for sage and thyme essential oils. For the most essential oils tested in  Sandu and Ioan‐Gabriel Sandu  this study, the MCBE values are close to the MIC values, except for the pine EO which seems to  Received: 25 August 2022  have stimulated the adhesion of the yeast strain at concentrations lower than 5%. The study high‐ Accepted: 19 September 2022  lights the antimicrobial activity of the tested essential oils on Gram‐positive and Gram‐negative  Published: 21 September 2022  strains.  Publisher’s  Note:  MDPI  stays  neu‐ tral  with  regard  to  jurisdictional  Keywords: essential oils; antioxidant potential; GS‐MS; antimicrobial activity  claims in published maps and institu‐ tional affiliations.  1. Introduction  Essential oils (EO) are produced from plant derivatives and contain between 20 and  Copyright: © 2022 by the authors. Li‐ 60 constituents, the most being part of the terpene family such as hydrocarbons or oxy‐ censee  MDPI,  Basel,  Switzerland.  genated derivatives, esters, and phenols. Research has shown that essential oils have an  This article is an open access article  antimicrobial and antioxidant effect and are often used in alternative medicine [1].  distributed under the terms and con‐ Some essential oils can be used to reduce the pain caused by chronic conditions. For  ditions of the Creative Commons At‐ example, peppermint essential oil has analgesic properties and has been shown to reduce  tribution (CC BY) license (https://cre‐ ativecommons.org/licenses/by/4.0/).  pain in patients with osteoarthritis [2]. The antimicrobial activity of essential oils has also  been extensively studied in late years and it has been shown that some essential oils can  Appl. Sci. 2022, 12, 9482. https://doi.org/10.3390/app12199482  www.mdpi.com/journal/applsci  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  2  of  19  inhibit the growth and multiplication of antibiotic‐resistant pathogenic microorganisms.  Due to their antimicrobial activity, essential oils might be considered an alternative to an‐ tibiotic treatment. For example, tea tree oil has been shown to have a bactericidal effect on  methicillin‐resistant Staphylococcus aureus microbial strain [3]. Sage, cinnamon, and clove  essential oil are often used to relieve respiratory diseases, having an antimicrobial effect  on several strains belonging to the species Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Salmonella  typhi, and Bacillus subtilis [4]. It is well known that the antioxidant activity of essential oils  depends on their chemical composition, namely the presence of phenolic structures and  as well as certain ethers, alcohols, ketones, and monoterpenes. These compounds have an  important role in some disease prevention by neutralizing free radicals and peroxide de‐ composition [5,6]. For many years biomaterials are used successfully in various medical  specializations such as orthopedic surgery [7–12], dentistry [13,14], general surgery [15– 17], and cardiovascular surgery [18,19]. In recent years, herbal medicine has begun to be  used to treat many dermatological disorders such as itching and even severe forms of  cancer [20,21]. So, the essential oils of Abies koreana, Anthemis aciphylla, Anthemis nobilis,  Citrus aurantium, Eucalyptus globules, Foeniculum vulgare, Mentha sp., Salvia sp. are used in  the treatment of dermatological disorders [22–29] such as acne, fungal infection, or cancer.  Also, EO from Afromomum danielli and Pogostemon elsholtzioides reduced blood pressure  [30,31], EO from Salvia officinalis L., Citrus aurantifolia, Curcuma longa L. can improve hy‐ perlipidemia [32–34], while EO from Lavandula angustifolia and Citrus aurantium reduce  blood pressure and anxiety with acute coronary syndrome [35,36]. Peppermint essential  oil was used in the acrylic‐type bone cement composition, demonstrating its antimicrobial  action on Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa strains [12]. Also, current stud‐ ies show the effects of using essential oils in bone pain, due to osteoporosis and osteoar‐ thritis [37–44], and in bone repair [45–47]. It evaluated the protective effect of Rosmarinus  officinalis and Thymus vulgaris essential oils against osteoporosis [37], and of the Ginger,  Lavander, Rosmarinus officinalis, and Populus alba essential oils against osteoarthritis [39– 41,43,44]. The relevant domains of application of essential oils are shown in Figure 1.  Figure 1. Domains of application of essential oils.  Thyme essential oil (obtained from the Thymus vulgaris plant) has been reported to  be widely used to heal burns [48]. The main compound in thyme essential oil, thymol, is  active against Salmonella and Staphylococcus bacteria. It has been shown that the antiseptic  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  3  of  19  properties of thyme help the immune system in chronic infections and is also effective in  chest infections such as whooping cough, bronchitis, and pleurisy [49]. In the study by  Dursun et.al. [50], the impact of thyme essential oil on burn wounds in rats was investi‐ gated, and it was shown that it reduced the amount of nitric oxide produced in response  to the burn and facilitated wound healing. The antimicrobial activity of the thyme essen‐ tial oil was also investigated [51–53]. The study results showed an inhibitory action of this  essential oil against Staphylococcus aureus, Streptococci, and Salmonella typhimurium. The  major components of thyme essential oil namely carvacrol, p‐cymene, γ‐terpinene, and α‐ terpinene have demonstrated antioxidant activity [54–62]. Balahbi A et al. [54] revealed  that p‐cymene is an important compound used by the pharmaceutical industries for the  production of antioxidants. Tepe B et al. [59] compared the antioxidant activity of two  thyme essential oils obtained by hydrodistillation with different chemical compositions.  The results showed that the antioxidant activity of the investigated oils is due to the pres‐ ence of a large amount of thymol and carvacrol in their composition.  Sage is represented by the whole or cuts leaves of Salvia officinalis L. Sage essential oil  is rich in thujone [63]. It has a very changeable composition depending on the source, time  of harvest, and other factors. The antibacterial properties of sage essential oils are due to  the presence of thujone, camphor, and 1,8‐cineole in the composition [63,64]. Farhat MB  et al. [65] highlighted that the compositions and antioxidant activity of the Salvia officinalis  L. essential oils present remarkable differences depending on the environmental condi‐ tions and geographical origin. In the study conducted by Ozan A et al. [66] on various  essential oils from wild and cultivated forms of Salvia pisidica it was shown that the anti‐ oxidant properties are due to the α‐pinene, camphor, and eucalyptol compounds present  in the composition of the investigated oils. The results are in accordance with the results  reported by Ruberto et al. [67].  The fennel plant belongs to the family Apiaceae (Umbelliferae). According to Msaada  et.al. [68,69], the ripening stages play an important factor in influencing the composition  of essential oils, while good agricultural and environmental practices would also help to  improve  yield  and  quality.  The  main  constituents  of  essential  oils  are:  anethole  (72.27%~74.18%),  fenchone  (11.32%~16.35%),  and  methyl  chavicol  (3.78%~5.29%),  fol‐ lowed by α‐pinene, limonene, β‐myrcene, camphene, β‐pinene, 3‐hull, α‐phellandrene,  cis‐anethole, camphor, 1,8‐cineole [70]. Fennel oil contains powerful anti‐inflammatory  compounds, which, when used topically, help with skin care. In a study conducted by  Anwar et al. [71], the antioxidant and antimicrobial activities of essential oil, ethanol, and  methanol extracts of fennel (Foeniculum vulgare Mill.) seeds were examined. The results  obtained demonstrate good antioxidant and free radical scavenging activities as well as  appreciable antimicrobial activity against selected strains of bacteria and pathogenic fungi  for essential oil and various extracts from fennel.  Eucalyptus (Eucalyptus spp.) is a plant native to Australia grown mainly as a source  of fast‐growing wood, as well as a source of essential oil used for many purposes. The  essential oil is extracted from buds, leaves, bark, and fruits, having an antiseptic, antibac‐ terial,  anti‐inflammatory,  antioxidant,  and  anticancer  action  and,  therefore,  is  recom‐ mended in the treatment of respiratory diseases like flu, colds, and sinus congestion [72].  The composition of the eucalyptus oil is influenced by geographical location or seasons,  which also influences its biological activity. The main compounds of the essential oil are  eucalyptol,  p‐cymene,  neo‐isoverbenol,  limonene,  and  spathulenol  (depending  on  the  species) [73–75]. Salem et al. [76] studied the antioxidant activities of the essential oil from  the leaves of Eucalyptus camaldulensis, Eucalyptus camaldulensis and Eucalyptus gomphoceph‐ ala. It was found that the essential oil of Eucalyptus gomphocephala presented the highest  antioxidant activity. The study reported that the antioxidant activities of eucalyptus es‐ sential oil could be related to phenols such as spathulenol and terpens such as eucalyptol  (1,8‐cineole).  Pine (Pinaceae), is one of the most important sources of essential oils in the world,  with more than 50 constituents, of which about ten are of key importance [77]. The major  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  4  of  19  components in pine essential oil are pinene, camphene, sabin, carene, myrcene, terpino‐ lene, α‐terpineol,  limonene,  caryophyllene,  bornyl  acetate,  p‐cement,  felandren, γ‐ter‐ pene, germacrene D and spathulenol. Bhalla et. al. [78] showed that pine essential oil im‐ proves the activity of white blood cells, which are responsible for removing microbes from  the body. Terpenoids, the major components of pine essential oil, have proven antimicro‐ bial, antiallergic, antifungal, antiviral, antispasmodic, and anti‐inflammatory properties  useful in the prevention and treatment of many diseases, including cancer [79–81]. Several  types of Pinus are already well‐known sources of antioxidants that are commonly used as  dietary supplements (against alcohol‐induced liver disease [82] or against lipopolysaccha‐ ride‐induced inflammation, hippocampal memory‐enhancing activity, and activity for the  early management of dyslipidemia), as phytochemical remedies, and in the treatment of  chronic inflammation, circulatory problems [83] and sometimes cancer [84]. Koutsaviti A  et al. [83] and Xie Q et al. [85] reported that terpene derivatives such as germacrene α,β‐ caryophyllene, and γ‐terpinene exert antioxidant activity. Also, in the study of Zeng WC  et al. [86], the essential oil from pine needles demonstrated significant antioxidant activity,  especially against superoxide radicals, and hydroxyl radicals.  The purpose of this paper was to evaluate the physicochemical parameters for five  commercial essential oils (fennel, sage, eucalyptus, thyme, and pine essential oils) and  their antimicrobial effect on the ability to grow, multiply and generate monospecific bio‐ films of four standard microbial strains: two Gram‐negative strains (Escherichia coli ATCC  25922, Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853), one Gram‐positive strain (Staphylococcus au‐ reus ATCC 25923), and one yeast strain (Candida albicans ATCC 10231).  2. Materials and Methods  2.1. Obtaining Oils  Five essential oils produced at S.C. Hofigal Export‐Import S.A (S.C. Hofigal S.A.)  were used in this study. In this process, the post‐harvest plant material was sorted and  dried in order to prepare it for the extraction of essential oils. The types of EOs investi‐ gated, the vegetable material from which the essential oils are extracted, and their origin  is presented in Table 1.  Table 1. Types of essential oils investigated, plant material used, and its origin.  The Vegetable Material from  The Origin of the Vegeta‐ Code  Type of EO  Which the Oil Is Extracted  ble Raw Material  FEN  Fennel essential oil (Foeniculum vulgare)  Aerial parts  S.C.Hofigal S.A  SV  Sage essential oil (Salvia officinalis)  Aerial parts  S.C.Hofigal S.A  EUC  Eucalyptus essential oil (Eucalyptus sp.)  Leaf  Import  CI  Thyme essential oil (Satureja hortensis L.)  Aerial parts  S.C.Hofigal S.A  PIN  Pine essential oil (Pinus sylvestris)  Leaf  Spontaneous flora  The oils are obtained by the hydro‐distillation method. In this process, the plant ma‐ terials are immersed in water and boiled. As a result of the action of temperature on the  vegetal matrix, the destruction of the cellular structure occurs, and this leads to the release  of aromatic compounds and essential oils. Steam and essential oil vapor are condensed to  an aqueous fraction. The vegetable materials used in obtaining the essential oils were sub‐ jected to hydro distillation for 6 h using a Clevenger‐type device. The advantage of this  method is that it protects the oil since the surrounding water forms a barrier to prevent it  from overheating. The flow chart for essential oils obtained is presented in Figure 2.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  5  of  19  Figure 2. Flow chart for essential oils obtaining.  2.2. Physical‐Chemical Parameters of the Essential Oils  The relative density of the investigated essential oils was determined in accordance  with the ISO279:1998 [87], while the refractive index with the protocol recommended by  the European Pharmacopoeia [88]. Relative density at 20 °C was determined using rela‐ tionship 1 and the refractive index using a Mettler Toledo R40 refractometer.  𝑑   (1) where: m represents the mass of a given volume of oil at 20 °C and m1 is the mass of an  equal volume of distilled water at 20 °C  The antioxidant potential of the essential oils has been evaluated by the determina‐ tion of the ferric reducing antioxidant power (FRAP Assay) described by Benzie and Strain  [89]. The reaction underlying the determination is the reduction of ferric Fe(III) to ferrous  Fe(II) in the presence of ligand 1.10–phenanthroline at acid pH. A frap unit is defined as  the amount of substance needed to reduce one mole of Fe(III) to Fe (II). The calibration  curve was obtained using iron sulphate heptahydrate (FeSO4x 7H2O) as standard.  Gas chromatography coupled to a mass spectrometer was used to identify the chem‐ ical components in the essential oils. The analysis was performed on a Thermo scientific  Trace 1310 gas chromatograph, fitted with a capillary column (TG‐WAXMS, 30mx0,25I.D.,  0.25 μm film thickness), and equipped with an ISQ 7000 MS detector, from Thermo Scien‐ tific, combined with Chromeleon 7 Chromatography data system [90]. Oven temperature  was set to 40 °C for 10 min, then ramped at 4 °C/min to 200 °C. After the temperature of  200 °C was reached, it was ramped again at 15 °C/min to 240 °C. The inlet temperature  was kept at 250 °C, also the MS detector temperatures for the transfer line and ion source  were 250 °C, while the recording mass spectra range was set between 45–250 m/z. The  samples were injected in split mode, using a 500 mL/min split flow and a split ratio of 333.  The carrier gas was helium at a flow of 1.5 mL/min. Sample preparation: 0.1 mL of oil was  dissolved in 10 mL of C6H14. The obtained solution was dried from possible existing water  droplets by mixing it with anhydrous sodium sulfate powder and then filtered through  glass  microfiber  filters  (Whatman  CAT  No.  1822‐070).  Compound  identification:  Peak  identification  was  accomplished  by  computer  software  matching  using  NIST  Tandem  Mass Spectral Library version 2.4.      Appl. Sci. 2022, 12, 9482  6  of  19  2.3. Antimicrobial Activities of the Essential Oils.  Antimicrobial  activities  were  conducted  on  four  standard  microbial  strains  as  is  shown in Table 2.  Table 2. Standard microbial strains used for testing antimicrobial activities.  No.  Microbial Strain  Source  Staphylococcus aureus   Gram‐positive standard strain, The microorganism collection of the Micro‐ 1  ATCC 25923  biology, Department, Faculty of Biology, University of Bucharest  Pseudomonas aeruginosa   Gram‐negative standard strain, The microorganism collection of the Micro‐ 2  ATCC 27853  biology, Department, Faculty of Biology, University of Bucharest  Escherichia coli   Gram‐negative standard strain, The microorganism collection of the Micro‐ 3  ATCC 25922  biology, Department, Faculty of Biology, University of Bucharest  Candida albicans   Yeast standard strain, The microorganism collection of the Microbiology,  4  ATCC 10231  Department, Faculty of Biology, University of Bucharest  For qualitative testing of antimicrobial activity, 1/10 dilutions in DMSO (Dimethyl  sulfoxide) of the five essential oils were performed. To evaluate the ability of microorgan‐ isms to adhere to the inert substrate, the purple crystal staining method was performed,  and the following solutions were used: acetic acid 33%, purple crystal 1%, and methanol  80%.  Qualitative evaluation of the antimicrobial effect. The microbial strains incubated for 18– 24 h at 37 °C were used to prepare suspensions with a standard density of 0.5 McFarland  (1.5 × 108 CFU/mL) (according to CLSI 2021). The suspensions were seeded on agar me‐ dium. Subsequently, 10 μL of the essential oils dilutions were distributed in spots. The  plates  were allowed  to stand  at  room temperature for  adsorption  of  the  droplet,  after  which they were incubated at 37 °C, for 24 h. The antimicrobial efficiency was quantified  by the appearance of a growth inhibition zone around the spot. The reading of the results  was performed by assessing the clarity of the inhibition zone and measuring and noting  the diameter of this zone.  Quantitative evaluation of the antimicrobial. For this test, the method of binary serial  micro dilutions performed in 96‐well plates was used to determine the values of the min‐ imum inhibitory concentration (MIC) represented by the minimum amount of essential  oil capable to inhibit the growth and multiplication of the microbial cells. Binary serial  dilutions made in a liquid growth medium were subsequently inoculated with 15 mL of  standard microbial suspension. After incubation at 37 °C for 24 h, the results obtained by  macroscopic observation and spectrophotometric reading at 620 nm, were analyzed.  Study of the influence of the tested compounds on the development of microbial biofilms on  the inert substratum. The microbial cells were cultured in 96‐well plates with a liquid envi‐ ronment and in the presence of different concentrations of test compounds, similar to the  method for determining MIC values [91]. After incubation, the plates were washed twice  with physiological water. Subsequently, the adhered cells were fixed for 5 min with 150  μL  of  80%  methanol  and  were  stained  with  1%  violet  crystal  alkaline  solution  (150  μL/well) for 15 min. The staining solution was removed, then the plates were washed  under  running  water.  The  microbial  biofilms formed  on  the  plastic  plates  were  resus‐ pended in 33% acetic acid, and the determination of MCBE values (minimum concentra‐ tion for biofilms eradication) was performed by spectrophotometric determination of the  intensity of the colored suspension, measuring the absorption at 490 nm, using ELISA  reader‐model SYNERGY HTX multi‐mode reader. All tests were performed in triplicate  and the results were expressed as an average of the obtained values.      Appl. Sci. 2022, 12, 9482  7  of  19  3. Results and Discussion  3.1. Physical‐Chemical Parameters of the Essential Oils  The physical‐chemical properties of the investigated essential oils are used as quality  parameters according to recommendations established by the European Pharmacopoeia  and International Standards. Physical‐chemical parameters of the investigated essential  oils are presented in Table 3.  Table 3. Physical‐chemical properties of obtained essential oils.  Fennel EO  Sage EO  Eucalyptus EO  Thyme EO  Pine EO  Essential Oils  (FEN)  (SV)  (EUC)  (CI)  (PIN)  Relative density [g/cm ]  0.96  0.89  0.90  0.91  0.85  Refractive index, λ [nm]  1.528  1.456  1.458  1.495  1.465  Antioxidant activity  6.09  6.54  7.09  6.79  6.49  (mg equivalent to Fe2SO4x 7H2O/g for sample)  The chemical compositions of the essential oils evaluated by GC‐MS are presented in  Table 4.  Table 4. Main constituents of investigated essential oils.  Compounds  Classes  Eucalyptus EO  Thyme EO  Pine EO  Sage EO  Fennel EO  β‐Pinene  MT  0.36 ‐  30.21  1.77 ‐  α‐Phellandrene  MT  0.51  ‐ ‐ ‐  5.66  β‐Phellandrene  MT ‐  ‐  0.60 ‐  ‐  β‐Myrcene  MT  0.26  0.62  2.81  0.66 ‐  D‐Limonene  MT  8.82  0.47  18.92  1.67 ‐  Eucalyptol  MT  82.10 ‐  ‐  7.27 ‐  γ‐Terpinene   MT  3.36  0.29 ‐  0.39 ‐  p‐Cymene    MT  4.59  35.10  3.61  0.68 ‐  Camphene   MT ‐  0.71  3.15  4.28 ‐  Pinocarvone   MT ‐  2.08 ‐  ‐  ‐  β‐Caryophyllene  ST ‐  2.21  3.68  3.51 ‐  α‐Caryophyllene  ST ‐  ‐  ‐  4.44 ‐  Carvacrol  MT ‐  58.52 ‐  ‐  ‐  Fenchone  MT  ‐  ‐ ‐ ‐  11.91  Estragole  PP  ‐  ‐ ‐ ‐  2.97  Anethole  PP  ‐  ‐ ‐ ‐  79.46  Carene   MT ‐  ‐  29.08 ‐  ‐  Terpinolene  MT ‐  ‐  0.59  0.25 ‐  Longifolene   ST ‐  ‐  2.72 ‐  ‐  Bornyl acetate  MT ‐  ‐  3.05 ‐  ‐  α‐Terpineol   MT ‐  ‐  1.59 ‐  ‐  Thujone  MT ‐  ‐  ‐  38.92 ‐  Isothujone  MT ‐  ‐  ‐  6.19 ‐  (+)‐2‐Bornanone   MT ‐  ‐  ‐  21.32 ‐  Linalool  MT ‐  ‐  ‐  0.72 ‐  Borneol acetate  MT ‐  ‐  ‐  1.01 ‐  Terpinen‐4‐ol   MT ‐  ‐  ‐  0.56 ‐  (‐) Borneol  MT ‐  ‐  ‐  2.55 ‐  Viridiflorol   ST ‐  ‐  ‐  3.82 ‐  Monoterpene (MT)  100  97.79  93.6  88.23  17.57  Sesquiterpene (ST)    ‐  2.21  6.4  11.77  ‐  Phenylpropanoids (PP)  ‐  ‐  ‐  ‐  82.43  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  8  of  19  The essential oils of eucalyptus, sage, pine, and thyme are especially characterized  by the presence of monoterpenes (monoterpenic hydrocarbons and oxygenated monoter‐ penes), while the fennel EO contains phenylpropanoids as the main constituents (com‐ pounds that can  be  classified as  phenylpropenes  or allylbenzenes). Sesquiterpenes are  found to a lesser extent in pine, thyme, and sage essential oils. In eucalyptus EO, eucalyp‐ tol was identified from the total constituents as the main compound (82.10%), followed  by D‐limonel (8.82%) and p‐cymen (4.59%). From the total constituents identified in the  case of thyme EO, carvacrol (58.52%) was the main compound detected followed by p‐ cymen (35.10%) and other by‐products such as pinocarvone, β‐caryophyllene. β‐pinene,  carene, and D‐limonene are the main compounds identified in pine EO in a concentration  of 30.21%, 29.08%, and 18.92% respectively. In sage EO, 18 compounds were identified, of  which thujone and (+)‐2‐bornanone as majority products in a proportion of 38.92% and  21.32%, respectively. For fennel EO, 4 compounds anethole (majority compound, 79.46%),  fenchone, α‐phellandrene, and estragole were highlighted.  Thyme EO contains predominantly phenolic terpenoids, such as carvacrol, which ex‐ plain why exhibited antioxidant activity. The antioxidant activity of eucalyptus EO is due  to the presence of the monoterpene compounds 1,8‐CineoIe (Eucalyptol) and γ‐Terpinene  while the antioxidant activity of sage EO is attributed to the presence in the composition  of the following compounds 1,8‐CineoIe (Eucalyptol), γ‐Terpinene, and linalool. β‐caryo‐ phyllene and terpinolene are compounds that cause the antioxidant activity of pine EO  while α‐phellandrene and anethole influence the antioxidant activity of fennel EO. The  results are sustained by other studies [67,92] that have demonstrated that thymol and car‐ vacrol, are responsible for the antioxidant activity of the essential oils obtained from Thy‐ mus serpyllus and Mentha longifolia. The antioxidant activity of 1,8‐CineoIe (Eucalyptol), γ‐ terpinene,  linalool, β‐caryophyllene,  terpinolene, α‐phellandrene,  and  anethole  was  demonstrated in many studies carried out on a wide range of essential oils [93–96].  3.2. Antimicrobial Activities of the Essential Oils  The qualitative evaluation of the inhibitory effect expressed against different micro‐ bial strains was performed by measuring the diameter of the inhibition zone, after incu‐ bation of the strains in favorable conditions (Figures 3–6).  Figure 3. The aspect of the inhibition zones expressed by the Gram‐positive strain Staphylococcus  aureus ATCC 25923 in the presence of tested EO at 1/10 dilution in DMSO; FEN (fennel EO); SV (sage  EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  9  of  19  Figure 4. The aspect of the inhibition zones expressed by the Gram‐negative strains Pseudomonas  aeruginosa ATCC 27853 in the presence of tested EO at 1/10 dilution in DMSO; FEN (fennel EO); SV  (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Figure 5. The aspect of the inhibition zones expressed by the Gram‐negative strains Escherichia coli  ATCC 25922 in the presence of tested EO at 1/10 dilution in DMSO; FEN (fennel EO); SV (sage EO);  EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Figure 6. The aspect of the inhibition zones expressed by the yeast strain Candida albicans ATCC  10231 in the presence of tested EO at 1/10 dilution in DMSO; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC  (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Analyzing the diameter values of the inhibition zones (Table 5), it can be observed  an increased efficiency of thyme essential oil (CI), which showed the highest values for all  tested microbial species, followed by sage and fennel essential oil (FEN), which inhibited  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  10  of  19  the multiplication of species both Gram‐positive and Gram‐negative bacteria, but did not  inhibit the multiplication of yeast species.  Table 5. Inhibition zones of essential oils (dil. 1/10 in DMSO).  Inhibition Zones [mm]  Essential Oils/Micro‐ Staphylococcus  Escherichia coli ATCC  Pseudomonas aeruginosa  Candida albicans  bial Strain  aureus  25922  ATCC 27853  ATCC 10231  ATCC 25923  Fennel EO (FEN)  16  14  14  0  Sage EO (SV)  22  12  19  0  Eucalyptus EO (EUC)  15  6  11  0  Thyme EO (CI)  30  30  27  35  Pine EO (PIN)  15  0  12  0  Although some studies show that essential oils have a more pronounced antimicro‐ bial effect on Gram‐positive strains, as opposed to Gram‐negative ones, this is not always  the case. Some studies show a higher antimicrobial activity of thyme essential oil on Esch‐ erichia coli strain compared to the Gram‐positive strains tested [97].  The most sensitive strain was the standard strain Escherichia coli ATCC 25922, which  showed sensitivity to all the EO tested, with the largest values of the diameters of the  inhibition zones. Also, following a study conducted by Semeniuc and contributors [98], in  which the antimicrobial activity of thyme oil on the Escherichia coli strain ATCC 25922 was  tested  by  determining  the  diameters  of  the  inhibition  zones,  it  was  observed  that  the  thyme oil has a strong antimicrobial effect on this strain, obtaining a diameter of the inhi‐ bition  zone  of  36–41  mm.  Thyme  essential  oil  (CI)  has  also  been  shown  to  inhibit  the  growth of the Candida albicans microbial strain due to its high carvacrol content in its struc‐ ture, an aspect also highlighted by Tampieri et. al. [99].  Other studies in which the antimicrobial activity of thyme essential oil was tested by  the spot inoculation method showed that it has a strong antimicrobial effect on the tested  strains, obtaining growth inhibition zones with diameters of 26–54 mm. Thyme EO has  also been shown to produce a larger growth inhibition zone than those produced by chlo‐ ramphenicol, suggesting that thyme EO has a stronger antimicrobial effect than chloram‐ phenicol [81].  Quantitative evaluation of the antimicrobial effect. The results of tests performed in a liq‐ uid medium confirm the high sensitivity of the standard strain Escherichia coli ATCC25922  to the action of all essential oils, the lowest values of minimum inhibitory concentration  (MIC) being recorded for sage (0.156%) and thyme essential oil (0.626%) as is shown in  Table 6 and figure 7.  Table 6. MIC values were obtained by the method of serial micro dilutions in a liquid environ‐ ment.  MIC Values [% Dilution in Microbial Culture Media]  Microbial Strain/Essential Oils  FEN  SV  EUC  CI  PIN  (Fennel EO)  (Sage EO)  (Eucalyptus EO) (Thyme EO)  (Pine EO)  Staphylococcus aureus ATCC 25923  5%  2.5%  2.5%  1.25%  10%  Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853  5%  1.25%  2.5%  1.25%  10%  Escherichia coli ATCC 25922  5%  0.156%  1.25%  0.625%  10%  Candida albicans ATCC 10231  10%  1.25%  2.5%  2.5%  10%  The antimicrobial effect of thyme essential oil has been shown in other studies. For  example, thyme oil has been shown to inhibit the growth of Staphylococcus aureus and  Escherichia coli strains at concentrations of 0.125% [81].  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  11  of  19  Several studies show that many of the essential oils tested have an antibacterial effect  on the Escherichia coli strain. For example, Xiao and contributors [100] tested the inhibitory  effect of 140 commercial essential oils on Escherichia coli by determining the MIC values  and found that 8 of them, including oregano oil, cloves, and cinnamon, have a stronger  antimicrobial effect on Escherichia coli strain compared to sufloxacin antibiotic. Also, 40 of  the tested essential oils, including cinnamon oil, tea tree oil, and thyme oil, had values of  the minimum inhibitory concentration between 0.5–0.125%, and for oregano essential oil,  the minimum inhibitory concentration was 0.015% [100].  FEN SV EUC CI ** 2 PIN ** Staphylococcus aureus Pseudomonas aeruginosa Escherichia coli ATCC C. albicans ATCC 10231. ATCC 25923 ATCC 27853. 25922 Tested microbial strains Figure 7. Graphical representation of MIC values expressed as a percentage (percentage of oil in the  culture medium) for each tested microbial strain; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus  EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO); significant results regarding the MIC values were noted as: *  for p < 0.05, and ** for p < 0.01 ( statistically significant results; statistic interpretation using one‐way  ANOVA repeated measures test).   Contrary to the results of the qualitative tests, the fennel essential oil did not show  low MIC values, probably due to its low solubility in the liquid environment, the MIC  values being among the highest (5–10%).  Study of the influence of the tested compounds on the development of microbial biofilms on  the inert substratum. Testing the properties of essential oils to inhibit the adhesion of mi‐ crobial cells to the inert substrate and to generate monospecific biofilms allowed the es‐ tablishment of the values of the Minimum Concentration of Biofilm Eradication (MCBE).  These values are represented by the highest oil dilutions that inhibited adhesion and are  represented in the graphs below (Figures 8–11).  Minimal inhibitory concentration (%) Appl. Sci. 2022, 12, 9482  12  of  19  Figure  8.  Graphical  representation  of  the  MCBE  values  for  Gram‐positive  Staphylococcus  aureus  ATCC25923 strain; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine  EO).  Figure 9. Graphical representation of the MCBE values for Gram‐negative strain Pseudomonas aeru‐ ginosa ATCC 27853; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine  EO).  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  13  of  19  Figure 10. Graphical representation of the MCBE values for Gram‐negative strain Escherichia coli  ATCC 25922; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  Figure  11.  Graphical  representation  of  the  MCBE  values  for  yeast  strain  Candida  albicans  ATCC  10231; FEN (fennel EO); SV (sage EO); EUC (eucalyptus EO); CI (thyme EO); PIN (pine EO).  For the most essential oils tested in this study, the MCBE values are close to the MIC  values, except the pine EO which seems to have stimulated the adhesion of the yeast strain  at concentrations lower than 5% (Figure 10). For Escherichia coli ATCC 25922 strain the  lowest values of the MCBE were recorded for sage EO (0.04%).  Staphylococcus aureus is one of the pathogens that cause most of the recurrent infec‐ tions associated with biofilm production. In this paper, the lowest values of MCBE for  Staphylococcus aureus ATCC 25923 were observed in the case of sage and thyme essential  oils (SV, CI). Also, a study by Sharifi et. al. [101] highlighted the ability of thyme essential  oil to eradicate the biofilm produced by Staphylococcus aureus isolated from the respiratory  tract and from milk samples. This ability of thyme EO to inhibit the adherence of microbial  cells to the inert substrate may be due to the high concentration of thymol, α‐terpinol, and  carvacrol in its structure.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  14  of  19  The ability of sage essential oil to inhibit the adherence of Escherichia coli and Staphy‐ lococcus aureus strains was highlighted in a study by Cui et. al. [102]. It was observed that  sage oil inhibits their adhesion at concentrations of 0.05–0.1%. On scanning microscopy  (SEM) it was observed that sage essential oil destroys the bacterial cell membrane, the  ATP concentration decreases from 98.27% to 69.61%, and the nuclear content decreases.  4. Conclusions  In conclusion, the results obtained show that essential oils have antioxidant activity,  important in the treatment of various inflammatory diseases. The antioxidant activity and  composition of essential oils are closely related to the environmental conditions and the  geographical origin of the plants from which the essential oils were obtained. The com‐ pounds that ensure the antioxidant activity of the investigated essential oils are carvacrol,  1,8‐cineole, y‐terpinene, linalool, β‐caryophyllene, terpinolene, α‐phellandrene, and ane‐ thole. GC‐MS analyses revealed that all essential oils are mainly characterized by the pres‐ ence of monoterpene hydrocarbons and oxygenated monoterpenes, except in the case of  fennel  essential  oil  which  contains  phenylpropanoids  as  its  main  components  (com‐ pounds that can be classified as phenylpropenes or allylbenzenes). This study tested the  antimicrobial activity of five essential oils on the growth, multiplication, and biofilm for‐ mation of standard microbial strains: Staphylococcus aureus ATCC 2592, Pseudomonas aeru‐ ginosa ATCC 27853, Escherichia coli ATCC 25922, Candida albicans ATCC 10231. Both qual‐ itative and quantitative test results show an increased sensitivity of Escherichia coli ATCC  25922 strains to all tested essential oils. The qualitative results show the largest diameters  of the inhibition zones for thyme EO, followed by sage and fennel EO. Thyme EO was  also the only essential oil that expressed an inhibitory effect on Candida albicans ATCC  10231 yeast strain. The quantitative results highlighted the lowest inhibitory concentration  for sage EO (0.156%) and thyme EO (0.626%). On the opposite, the highest values of the  minimum inhibitor concentration were observed for pine EO (10%). The MCBE value was  close to the MIC value for most of the tested essential oils.  Author Contributions: Conceptualization, D.G., A.A. and I.A.; Methodology, A.R., I.A., L.M.D., A.‐ D.R. and E.G.; Software, A.R., A.A. and A.S.; Validation, A.A., I.A., L.M.D., A.‐D.R., J.T. and E.G.;  Investigation, D.G., A.R., A.A., L.M.D., J.T. and A.S.; Resources, A.R., A.A. and E.G.; Data curation,  D.G. and A.R.; Writing—original draft preparation, D.G., A.R., A.A. and I.A.; writing—review and  editing, D.G. and A.R. All authors have read and agreed to the published version of the manuscript.  Funding: This work was supported by a grant from the Romanian Ministry of Education and Re‐ search, CCCDI‐UEFISCDI, Project number PN‐III‐P2‐2.1.‐PED‐2019‐5236, within PNCDI III. In ad‐ dition, financial support from the Competitiveness Operational Program 2014‐2020, Action 1.1.3:  Creating synergies with RDI actions of the EU’s HORIZON 2020 framework program and other  international RDI programs, MySMIS Code 108792, Acronym project “UPB4H”, financed by con‐ tract: 250/11.05.2020 is gratefully acknowledged.  Institutional Review Board Statement: Not applicable.  Informed Consent Statement: Not applicable.  Data Availability Statement: The experimental data on the results reported in this manuscript are  available upon on official request to the corresponding authors.  Conflicts of Interest: The authors declare no conflict of interest.  References  1. Carneiro, J.N.P.; da Cruz, R.P.; Campina, F.F.; Costa, M.d.S.; dos Santos, A.T.L.; Sales, D.L.; Bezerra, C.F.; da Silva, L.E.; de  Araujo, J.P.; do Amaral, W.; et al. GC/MS Analysis and Antimicrobial Activity of the Piper Mikanianum (Kunth) Steud. Essential  Oil. Food Chem. Toxicol. 2020, 135, 110987. https://doi.org/10.1016/j.fct.2019.110987.  2. Mahboubi, M. Mentha Spicata as Natural Analgesia for Treatment of Pain in Osteoarthritis Patients. Complement Clin. Pr. 2017,  26, 1–4. https://doi.org/10.1016/j.ctcp.2016.11.001.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  15  of  19  3. Oliva, A.; Costantini, S.; de Angelis, M.; Garzoli, S.; Božović, M.; Mascellino, M.T.; Vullo, V.; Ragno, R. High Potency of Mela‐ leuca Alternifolia Essential Oil against Multi‐Drug Resistant Gram‐Negative Bacteria and Methicillin‐Resistant Staphylococcus  Aureus. Molecules 2018, 23, 2584. https://doi.org/10.3390/molecules23102584.  4. Wińska, K.; Mączka, W.; Łyczko, J.; Grabarczyk, M.; Czubaszek, A.; Szumny, A. Essential Oils as Antimicrobial Agents—Myth  or Real Alternative? Molecules 2019, 24, 2130. https://doi.org/10.3390/molecules24112130.  5. Burt, S. Essential Oils: Their Antibacterial Properties and Potential Applications in Foods—a Review. Int. J. Food Microbiol. 2004,  94, 223–253. https://doi.org/10.1016/j.ijfoodmicro.2004.03.022.  6. Aruoma, O.I. Free Radicals, Oxidative Stress, and Antioxidants in Human Health and Disease. J. Am. Oil Chem. Soc. 1998, 75,  199–212. https://doi.org/10.1007/s11746‐998‐0032‐9.  7. Marinescu, R.; Antoniac, I.; Laptoiu, D.; Antoniac, A.; Grecu, D. Complications Related to Biocomposite Screw Fixation in ACL  Reconstruction Based on Clinical Experience and Retrieval Analysis. Mater. Plast. 2015, 52, 340–344.  8. Gheorghe, D.; Pop, D.M.; Ciocoiu, R.; Trante, O.; Milea, C.; Mohan, A.G.; Benea, H.; Saceleanu, V. Microstructure Development  in Titanium and Its Alloys Used for Medical Applications. UPB Sci. Bull. Ser. B Chem. Mater. Sci. 2019, 81, 244–258.  9. Baltatu, I.; Sandu, A.V.; Vlad, M.D.; Spataru, M.C.; Vizureanu, P.; Baltatu, M.S. Mechanical Characterization and In Vitro Assay  of Biocompatible Titanium Alloys. Micromachines 2022, 13, 430. https://doi.org/10.3390/mi13030430.  10. Perju, M.C.; Nejneru, C.; Vizureanu, P.; Aelenei, A.A.; Sandu, A.; Sachelarie, L.; Nabialek, M. Some Aspects Concerning Tita‐ nium Coverage with Hydroxyapatite. Arch. Metall. Mater. 2022, 67, 521–527. https://doi.org/10.24425/amm.2022.137785.  11. Vizureanu, P.; Yamaguchi, S.; Le, P.T.M.; Baltatu, M.S. Biocompatibility Evaluation of New Timosi Alloys. In Proceedings of  the Applications of Physics in Mechanical and Material Engineering APMME 2020, Częstochowa, Poland 1 August 2020; Vol‐ ume 138, pp. 283–286.  12. Robu, A.; Antoniac, A.; Grosu, E.; Vasile, E.; Raiciu, A.D.; Iordache, F.; Antoniac, V.I.; Rau, J.V.; Yankova, V.G.; Ditu, L.M.; et al.  Additives  Imparting  Antimicrobial  Properties  to  Acrylic  Bone  Cements.  Materials  2021,  14,  7031.  https://doi.org/10.3390/ma14227031.  13. Pantea, M.; Antoniac, I.; Trante, O.; Ciocoiu, R.; Fischer, C.A.; Traistaru, T. Correlations between Connector Geometry and  Strength  of  Zirconia‐Based  Fixed  Partial  Dentures.  Mater.  Chem  Phys.  2019,  222,  96–109.  https://doi.org/10.1016/j.matchem‐ phys.2018.09.063.  14. Cavalu, S.; Antoniac, I.V.; Mohan, A.; Bodog, F.; Doicin, C.; Mates, I.; Ulmeanu, M.; Murzac, R.; Semenescu, A. Nanoparticles  and  Nanostructured  Surface  Fabrication  for  Innovative  Cranial  and  Maxillofacial  Surgery.  Materials  2020,  13,  5391.  https://doi.org/10.3390/ma13235391.  15. Mavrodin, C.I.; Pariza, G.; Ion, D.; Antoniac, V.I. Abdominal Compartment Syndrome—A Major Complication of Large Inci‐ sional Hernia Surgery. Chirurgia 2015, 108, 414–417.  16. Pariza, G.; Mavrodin, C.; Antoniac, I. Dependency Between the Porosity and Polymeric Structure of Biomaterials Used in Hernia  Surgery and Chronic Mesh—Infection. Mater. Plast. 2015, 52, 484–486.  17. Manescu,  V.;  Paltanea,  G.;  Antoniac,  I.;  Vasilescu,  M.  Magnetic  Nanoparticles  Used  in  Oncology.  Materials  2021,  14,  5948.  https://doi.org/10.3390/ma14205948.  18. Moldovan, H.; Gheorghita, D.; Antoniac, I.; Gheorghe, D.; Fiori, F.; Mohan, A.; Raftu, G.; Ionel, C.; Costache, V. Bioadhesives  Used in Cardiovascular Surgery. Rev. De Chim. 2018, 69, 2799–2803. https://doi.org/10.37358/RC.18.10.6627.  19. Costache, V.S.; Meekel, J.P.; Costache, A.; Melnic, T.; Solomon, C.; Chitic, A.M.; Bucurenciu, C.; Moldovan, H.; Antoniac, I.;  Candea, G.; et al. Geometric Analysis of Type B Aortic Dissections Shows Aortic Remodeling After Intervention Using Multi‐ layer Stents. Materials 2020, 13, 2274. https://doi.org/10.3390/ma13102274.  20. Maddheshiya, S.; Ahmad, A.; Ahmad, W.; Zakir, F.; Aggarwal, G. Essential Oils for the Treatment of Skin Anomalies: Scope  and Potential. South Afr. J. Bot. 2022, in press.  21. Tabassum, N.; Hamdani, M. Plants Used to Treat Skin Diseases. Pharmacogn. Rev. 2014, 8, 52–60.  22. Yoon, W.‐J.; Kim, S.‐S.; Oh, T.‐H.; Lee, N.H.; Hyun, C.‐G. Abies Koreana Essential Oil Inhibits Drug‐Resistant Skin Pathogen  Growth and LPS‐Induced Inflammatory Effects of Murine Macrophage. Lipids 2009, 44, 471–476. https://doi.org/10.1007/s11745‐ 009‐3297‐3.  23. Can, K.H.; Demirci, B.; Iscan, G.; Hashimoto, T.; Demirci, F.; Noma, Y.; Asakawa, Y. The Essential Oil Constituents and Antimi‐ crobial Activity of Anthemis Aciphylla BOISS. Var. Discoidea BOISS; Chem. Pharm. Bull. 2006, 54, 222–225.  24. Hsouna, A.; Hamdi, N.; Halima, N. ben; Abdelkafi, S. Characterization of Essential Oil from Citrus Aurantium L. Flowers:  Antimicrobial and Antioxidant Activities. J. Oleo Sci. 2013, 62, 763–772. https://doi.org/10.5650/jos.62.763.  25. Hamoud, R.; Sporer, F.; Reichling, J.; Wink, M. Antimicrobial Activity of a Traditionally Used Complex Essential Oil Distillate  (Olbas   Tropfen)  in  Comparison  to  Its  Individual  Essential  Oil  Ingredients.  Phytomedicine  2012,  19,  969–976.  https://doi.org/10.1016/j.phymed.2012.05.014.  26. Mota, A.S.; Martins, M.R.; Arantes, S.; Lopes, V.R.; Bettencourt, E.; Pombal, S.; Gomes, A.C.; Silva, L.A. Antimicrobial Activity  and Chemical Composition of the Essential Oils of Portuguese Foeniculum Vulgare Fruits. Nat. Prod. Commun 2015, 10, 673–676.  https://doi.org/10.1177/1934578X1501000437.  27. Cardile, V.; Russo, A.; Formisano, C.; Rigano, D.; Senatore, F.; Arnold, N.A.; Piozzi, F. Essential Oils of Salvia Bracteata and  Salvia Rubifolia from Lebanon: Chemical Composition, Antimicrobial Activity and Inhibitory Effect on Human Melanoma  Cells. J. Ethnopharmacol. 2009, 126, 265–272. https://doi.org/10.1016/j.jep.2009.08.034.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  16  of  19  28. de Rapper, S.; Kamatou, G.; Viljoen, A.; van Vuuren, S. The in Vitro Antimicrobial Activity of Lavandula Angustifolia Essential  Oil  in  Combination  with  Other  Aroma‐Therapeutic  Oils.  Evid. ‐Based  Complementary  Altern.  Med.  2013,  2013,  852049.  https://doi.org/10.1155/2013/852049.  29. Daaboul, H.E.; Dagher, C.; Taleb, R.I.; Bodman‐Smith, K.; Shebaby, W.N.; El‐Sibai, M.; Mroueh, M.A.; Daher, C.F. The Chemo‐ therapeutic Effect of β‐2‐Himachalen‐6‐Ol in Chemically Induced Skin Tumorigenesis. Biomed. Pharmacother. 2018, 103, 443–452.  https://doi.org/10.1016/j.biopha.2018.04.027.  30. Shiva Kumar, A.; Jeyaprakash, K.; Chellappan, D.R.; Murugan, R. Vasorelaxant and Cardiovascular Properties of the Essential  Oil of Pogostemon Elsholtzioides. J. Ethnopharmacol. 2017, 199, 86–90. https://doi.org/10.1016/j.jep.2017.01.036.  31. Adefegha, S.A.; Olasehinde, T.A.; Oboh, G. Essential oil composition, antioxidant, antidiabetic and antihypertensive properties  of two Afromomum species. J. Oleo Sci. 2017, 66, 51–63. https://doi.org/10.5650/jos.ess16029.  32. Singh, V.; Jain, M.; Misra, A.; Khanna, V.; Rana, M.; Prakash, P.; Malasoni, R.; Dwivedi, A.K.; Dikshit, M.; Barthwal, M.K. Cur‐ cuma Oil Ameliorates Hyperlipidaemia and Associated Deleterious Effects in Golden Syrian Hamsters. Br. J. Nutr. 2013, 110,  437–446. https://doi.org/10.1017/S0007114512005363.  33. Lin, L.‐Y.; Chuang, C.‐H.; Chen, H.‐C.; Yang, K.‐M. Lime (Citrus Aurantifolia (Christm.) Swingle) Essential Oils: Volatile Com‐ pounds, Antioxidant Capacity, and Hypolipidemic Effect. Foods 2019, 8, 398. https://doi.org/10.3390/foods8090398.  34. Koubaa‐Ghorbel, F.; Chaâbane, M.; Turki, M.; Makni‐Ayadi, F.; el Feki, A. The Protective Effects of Salvia Officinalis Essential  Oil Compared to Simvastatin against Hyperlipidemia, Liver, and Kidney Injuries in Mice Submitted to a High‐fat Diet. J. Food  Biochem 2020, 44, e13160. https://doi.org/10.1111/jfbc.13160.  35. Moslemi, F.; Alijaniha, F.; Naseri, M.; Kazemnejad, A.; Charkhkar, M.; Heidari, M.R. Citrus Aurantium Aroma for Anxiety in  Patients with Acute Coronary Syndrome: A Double‐Blind Placebo‐Controlled Trial. J. Altern. Complementary Med. 2019, 25, 833– 839. https://doi.org/10.1089/acm.2019.0061.  36. Song, E.J.; Lee, M.Y. Effects of Aromatherapy on Stress Responses, Autonomic Nervous System Activity and Blood Pressure in  the  Patients  Undergoing  Coronary  Angiography:  A  Non‐Randomized  Controlled  Trial.  J.  Korean  Acad.  Nurs.  2018,  48,  1.  https://doi.org/10.4040/jkan.2018.48.1.1.  37. Elbahnasawy, A.S.; Valeeva, E.R.; El‐Sayed, E.M.; Rakhimov, I.I. The Impact of Thyme and Rosemary on Prevention of Osteo‐ porosis in Rats. J. Nutr. Metab. 2019, 2019, 1431384. https://doi.org/10.1155/2019/1431384.  38. Sapkota, M.; Li, L.; Kim, S.‐W.; Soh, Y. Thymol Inhibits RANKL‐Induced Osteoclastogenesis in RAW264.7 and BMM Cells and  LPS‐Induced Bone Loss in Mice. Food Chem. Toxicol. 2018, 120, 418–429. https://doi.org/10.1016/j.fct.2018.07.032.  39. Belkhodja, H.; Meddah, B.; Meddah TirTouil, A.; Sli.imani, K.; Tou, A. Radiographic and Histopathologic Analysis on Osteoar‐ thritis  Rat  Model  Treated  with  Essential  Oils  of  Rosmarinus  Officinalis  and  Populus  Alba.  Pharm.  Sci.  2017,  23,  12–17.  https://doi.org/10.15171/PS.2017.03.  40. Funk, J.L.; Frye, J.B.; Oyarzo, J.N.; Chen, J.; Zhang, H.; Timmermann, B.N. Anti‐Inflammatory Effects of the Essential Oils of  Ginger  (Zingiber  Officinale  Roscoe)  in  Experimental  Rheumatoid  Arthritis.  PharmaNutrition  2016,  4,  123–131.  https://doi.org/10.1016/j.phanu.2016.02.004.  41. Xu, C.; Sheng, S.; Dou, H.; Chen, J.; Zhou, K.; Lin, Y.; Yang, H. α‐Bisabolol Suppresses the Inflammatory Response and ECM  Catabolism  in  Advanced  Glycation  End  Products‐Treated  Chondrocytes  and  Attenuates  Murine  Osteoarthritis.  Int.  Im‐ munopharmacol. 2020, 84, 106530. https://doi.org/10.1016/j.intimp.2020.106530.  42. Gomes, B.S.; Neto, B.P.S.; Lopes, E.M.; Cunha, F.V.M.; Araújo, A.R.; Wanderley, C.W.S.; Wong, D.V.T.; Júnior, R.C.P.L.; Ribeiro,  R.A.; Sousa, D.P.; et al. Anti‐Inflammatory Effect of the Monoterpene Myrtenol Is Dependent on the Direct Modulation of Neu‐ trophil Migration and Oxidative Stress. Chem. Biol. Interact. 2017, 273, 73–81. https://doi.org/10.1016/j.cbi.2017.05.019.  43. BI, J.‐P.; LI, P.; XU, X.‐X.; WANG, T.; LI, F. Anti‐Rheumatoid Arthritic Effect of Volatile Components in Notopterygium Incisum  in  Rats  via  Anti‐Inflammatory  and  Anti‐Angiogenic  Activities.  Chin.  J.  Nat.  Med.  2018,  16,  926–935.  https://doi.org/10.1016/S1875‐5364(18)30134‐1.  44. Nasiri, A.; Mahmodi, M.A.; Nobakht, Z. Effect of Aromatherapy Massage with Lavender Essential Oil on Pain in Patients with  Osteoarthritis  of  the  Knee:  A  Randomized  Controlled  Clinical  Trial.  Complementary  Ther.  Clin.  Pract.  2016,  25,  75–80.  https://doi.org/10.1016/j.ctcp.2016.08.002.  45. Miranda, L.L.; Guimarães‐Lopes, V.d.P.; Altoé, L.S.; Sarandy, M.M.; Melo, F.C.S.A.; Novaes, R.D.; Gonçalves, R.V. Plant Extracts  in the Bone Repair Process: A Systematic Review. Mediat. Inflamm. 2019, 2019, 1296153. https://doi.org/10.1155/2019/1296153.  46. Damlar, İ.; Arpağ, O.F.; Tatli, U.; Altan, A. Effects of Hypericum Perforatum on the Healing of Xenografts: A Histomorphomet‐ ric Study in Rabbits. Br. J. Oral Maxillofac. Surg. 2017, 55, 383–387. https://doi.org/10.1016/j.bjoms.2016.12.003.  47. Chircov, C.; Miclea, I.I.; Grumezescu, V.; Grumezescu, A.M. Essential Oils for Bone Repair and Regeneration—Mechanisms and  Applications. Materials 2021, 14, 1867. https://doi.org/10.3390/ma14081867.  48. Maver, T.; Kurečič, M.; Maja Smrke, D.; Stana Kleinschek, K.; Maver, U. Plant‐Derived Medicines with Potential Use in Wound  Treatment. In Herbal Medicine; IntechOpen, 2019.  49. Dauqan, E.M.; Abdullah, A.Medicinal and Functional Values of Thyme (Thymus Vulgaris L.) Herb. J. Appl. Biol. Biotechnol. 2017.  https://doi.org/10.7324/jabb.2017.50203.  50. Dursun, N.; Liman, N.; Özyazgan, İ.; Güneş, I.; Saraymen, R. Role of Thymus Oil in Burn Wound Healing. J. Burn Care Rehabil.  2003, 24, 395–399. https://doi.org/10.1097/01.BCR.0000095513.67541.0F.  51. Komarcević, A. The Modern Approach to Wound Treatment. Med. Pregl. 2000, 53, 363–368.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  17  of  19  52. Bozin, B.; Mimica‐Dukic, N.; Simin, N.; Anackov, G. Characterization of the Volatile Composition of Essential Oils of Some  Lamiaceae Spices and the Antimicrobial and Antioxidant Activities of the Entire Oils. J. Agric. Food Chem. 2006, 54, 1822–1828.  https://doi.org/10.1021/jf051922u.  53. Shin, S.; Kim, J.H. In Vitro Inhibitory Activities of Essential Oils from Two Korean Thymus Species against Antibiotic‐Resistant  Pathogens. Arch. Pharmacal Res. 2005, 28, 897–901.  54. Balahbib, A.; el Omari, N.; Hachlafi, N.; Lakhdar, F.; el Menyiy, N.; Salhi, N.; Mrabti, H.N.; Bakrim, S.; Zengin, G.; Bouyahya,  A.  Health  Beneficial  and  Pharmacological  Properties  of  P‐Cymene.  Food  Chem.  Toxicol.  2021,  153,  112259.  https://doi.org/10.1016/j.fct.2021.112259.  55. Bilenler, T.; Gokbulut, I.; Sislioglu, K.; Karabulut, I. Antioxidant and Antimicrobial Properties of Thyme Essential Oil Encapsu‐ lated in Zein Particles. Flavour Fragr J 2015, 30, 392–398. https://doi.org/10.1002/ffj.3254.  56. Sousa, L.G.V.; Castro, J.; Cavaleiro, C.; Salgueiro, L.; Tomás, M.; Palmeira‐Oliveira, R.; Martinez‐Oliveira, J.; Cerca, N. Synergis‐ tic Effects of Carvacrol, α‐Terpinene, γ‐Terpinene, ρ‐Cymene and Linalool against Gardnerella Species. Sci. Rep. 2022, 12, 4417.  https://doi.org/10.1038/s41598‐022‐08217‐w.  57. El‐Guendouz, S.; Aazza, S.; Dandlen, S.A.; Majdoub, N.; Lyoussi, B.; Raposo, S.; Antunes, M.D.; Gomes, V.; Miguel, M.G. Anti‐ oxidant Activity of Thyme Waste Extract in O/W Emulsions. Antioxidants 2019, 8, 243. https://doi.org/10.3390/antiox8080243.  58. Amorati, R.; Foti, M.C.; Valgimigli, L. Antioxidant Activity of Essential Oils. J. Agric. Food Chem. 2013, 61, 10835–10847.  59. Tepe, B.; Sokmen, M.; Akpulat, H.A.; Daferera, D.; Polissiou, M.; Sokmen, A. Antioxidative Activity of the Essential Oils of  Thymus Sipyleus Subsp. Sipyleus Var. Sipyleus and Thymus Sipyleus Subsp. Sipyleus Var. Rosulans. J. Food Eng. 2005, 66, 447– 454. https://doi.org/10.1016/j.jfoodeng.2004.04.015.  60. Vardar‐Ünlü, G.; Candan, F.; Sókmen, A.; Daferera, D.; Polissiou, M.; Sökmen, M.; Dönmez, E.; Tepe, B. Antimicrobial and  Antioxidant Activity of the Essential Oil and Methanol Extracts of Thymus Pectinatus Fisch. et Mey. Var. Pectinatus (Lami‐ aceae). J. Agric. Food Chem. 2003, 51, 63–67. https://doi.org/10.1021/jf025753e.  61. Salehi, B.; Mishra, A.P.; Shukla, I.; Sharifi‐Rad, M.; Contreras, M.d.M.; Segura‐Carretero, A.; Fathi, H.; Nasrabadi, N.N.; Ko‐ barfard, F.; Sharifi‐Rad, J. Thymol, Thyme, and Other Plant Sources: Health and Potential Uses. Phytother. Res. 2018, 32, 1688– 1706.  62. Pandur, E.; Micalizzi, G.; Mondello, L.; Horváth, A.; Sipos, K.; Horváth, G. Antioxidant and Anti‐Inflammatory Effects of Thyme  (Thymus Vulgaris L.) Essential Oils Prepared at Different Plant Phenophases on Pseudomonas Aeruginosa LPS‐Activated THP‐ 1 Macrophages. Antioxidants 2022, 11, 1330. https://doi.org/10.3390/antiox11071330.  63. Pinto, E.; Salgueiro, L.R.; Cavaleiro, C.; Palmeira, A.; Gonçalves, M.J. In Vitro Susceptibility of Some Species of Yeasts and  Filamentous  Fungi  to  Essential  Oils  of  Salvia  Officinalis.  Ind.  Crops  Prod.  2007,  26,  135–141.  https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2007.02.004.  64. Abu‐Darwish, M.S.; Cabral, C.; Ferreira, I.; Gonçalves, M.J.; Cavaleiro, C.; Cruz, M.T.; Al‐Bdour, T.H.; Salgueiro, L. Essential  Oil of Common Sage (Salvia Officinalis L.) from Jordan: Assessment of Safety in Mammalian Cells and Its Antifungal and Anti‐ Inflammatory Potential. Biomed. Res. Int. 2013, 2013, 538940. https://doi.org/10.1155/2013/538940.  65. ben Farhat, M.; Jordán, M.J.; Chaouech‐Hamada, R.; Landoulsi, A.; Sotomayor, J.A. Variations in Essential Oil, Phenolic Com‐ pounds,  and  Antioxidant  Activity  of  Tunisian  Cultivated  Salvia  Officinalis  L.  J.  Agric  Food  Chem.  2009,  57,  10349–10356.  https://doi.org/10.1021/jf901877x.  66. Ozkan, A.; Erdogan, A.; Sokmen, M.; Tugrulay, S.; Unal, O. Antitumoral and Antioxidant Effect of Essential Oils and in Vitro  Antioxidant  Properties  of  Essential  Oils  and  Aqueous  Extracts  from  Salvia  Pisidica.  Biologia  2010,  65,  990–996.  https://doi.org/10.2478/s11756‐010‐0108‐5.  67. Ruberto, G.; Baratta, M.T. Antioxidant Activity of Selected Essential Oil Components in Two Lipid Model Systems. Food Chem  2000, 69, 167–174. https://doi.org/10.1016/S0308‐8146(99)00247‐2.  68. Msaada, K.; Salem, N.; Bachrouch, O.; Bousselmi, S.; Tammar, S.; Alfaify, A.; al Sane, K.; ben Ammar, W.; Azeiz, S.; Haj Brahim,  A.; et al. Chemical Composition and Antioxidant and Antimicrobial Activities of Wormwood (Artemisia Absinthium L.) Essen‐ tial Oils and Phenolics. J. Chem. 2015, 2015, 804658. https://doi.org/10.1155/2015/804658.  69. Msaada, K.; Hosni, K.; Salem, N. Comparison of Different Extraction Methods for the Determination of Essential Oils and Re‐ lated Compounds from Coriander (Coriandrum Sativum L.) Characterization of Bioactive Molecules Produced by Novel Strep‐ tomyces Strains View Project. Anal. Bioanal. Chem. 2014, 387, 2207–2217.  70. Joshi, H.; Parle, M. Cholinergic Basis of Memory‐Strengthening Effect of Foeniculum Vulgare Linn. J. Med. Food 2006, 9, 413– 417.  71. Anwar, F.; Ali, M.; Hussain, A.I.; Shahid, M. Antioxidant and Antimicrobial Activities of Essential Oil and Extracts of Fennel  (Foeniculum Vulgare Mill.) Seeds from Pakistan. Flavour. Fragr. J. 2009, 24, 170–176. https://doi.org/10.1002/ffj.1929.  72. Vecchio, M.G.; Loganes, C.; Minto, C. Beneficial and Healthy Properties of Eucalyptus Plants: A Great Potential Use. Open Agric.  J. 2016, 10, 52–57. https://doi.org/10.2174/1874331501610010052.  73. Hirigoyen, A.; Varo‐Martinez, M.A.; Rachid‐Casnati, C.; Franco, J.; Navarro‐Cerrillo, R.M. Stand Characterization of Eucalyptus  Spp.  Plantations  in  Uruguay  Using  Airborne  Lidar  Scanner  Technology.  Remote  Sens.  2020,  12,  3947.  https://doi.org/10.3390/rs12233947.  74. Vieira, T.A.S.; Arriel, T.G.; Zanuncio, A.J.V.; Carvalho, A.G.; Branco‐Vieira, M.; Carabineiro, S.A.C.; Trugilho, P.F. Determina‐ tion  of  the  Chemical  Composition  of  Eucalyptus  Spp.  For  Cellulosic  Pulp  Production.  Forests  2021,  12,  1649.  https://doi.org/10.3390/f12121649.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  18  of  19  75. Mahleyuddin, N.N.; Moshawih, S.; Ming, L.C.; Zulkifly, H.H.; Kifli, N.; Loy, M.J.; Sarker, M.M.R.; Al‐Worafi, Y.M.; Goh, B.H.;  Thuraisingam, S. et al. Coriandrum Sativum L.: A Review on Ethnopharmacology, Phytochemistry, and Cardiovascular Bene‐ fits. Molecules 2021, 27, 209. https://doi.org/10.3390/molecules27010209.  76. Salem, M.Z.M.; Ashmawy, N.A.; Elansary, H.O.; El‐Settawy, A.A. Chemotyping of Diverse Eucalyptus Species Grown in Egypt  and  Antioxidant  and  Antibacterial  Activities  of  Its  Respective  Essential  Oils.  Nat.  Prod.  Res.  2015,  29,  681–685.  https://doi.org/10.1080/14786419.2014.981539.  77. Silori, G.K.; Kushwaha, N.; Kumar, V. Essential Oils from Pines: Chemistry and Applications. In Essential Oil Research; Springer:  Cham, Switzerland, 2019; pp. 275–297, https://doi.org/10.1007/978‐3‐030‐16546‐8_10.   78. Bhalla, B.; Saini, M.S.; Jha, M.K. Effect of Age and Seasonal Variation on Leachate Characteristics of Municipal Solid Waste  Landfill. Int. J. Res. Eng. Technol. 2013, 02, 223–232. https://doi.org/10.15623/ijret.2013.0208037.  79. Theis,  N.;  Lerdau,  M.  The  Evolution  of  Function  in  Plant  Secondary  Metabolites.  Int.  J.  Plant  Sci.  2003,  164,  S93–S102.  https://doi.org/10.1086/374190.  80. Cox‐Georgian, D.; Ramadoss, N.; Dona, C.; Basu, C. Therapeutic and Medicinal Uses of Terpenes. In Medicinal Plants: From Farm  to Pharmacy; Springer: Cham, Switzerland, 2019; pp. 333–359 ISBN 9783030312695, https://doi.org/10.1007/978‐3‐030‐31269‐5_15.  81. Moreira, M.R.; Ponce, A.G.; del Valle, C.E.; Roura, S.I. Inhibitory Parameters of Essential Oils to Reduce a Foodborne Pathogen.  LWT Food Sci. Technol. 2005, 38, 565–570. https://doi.org/10.1016/j.lwt.2004.07.012.  82. Jeong, M.S.; Park, S.J.; Han, E.J.; Park, S.Y.; Kim, M.J.; Jung, K.; Cho, S.H.; Kim, S.Y.; Yoon, W.J.; Ahn, G.; et al. Pinus Thunbergii  PARL Leaf Protects against Alcohol‐Induced Liver Disease by Enhancing Antioxidant Defense Mechanism in BALB/c Mice. J.  Funct. Foods 2020, 73, 104116. https://doi.org/10.1016/j.jff.2020.104116.  83. Koutsaviti, A.; Toutoungy, S.; Saliba, R.; Loupassaki, S.; Tzakou, O.; Roussis, V.; Ioannou, E. Antioxidant Potential of Pine Nee‐ dles:  A  Systematic  Study  on  the  Essential  Oils  and  Extracts  of  46  Species  of  the  Genus  Pinus.  Foods  2021,  10,  142.  https://doi.org/10.3390/foods10010142.  84. Mármol, I.; Quero, J.; Jiménez‐Moreno, N.; Rodríguez‐Yoldi, M.J.; Ancín‐Azpilicueta, C. A Systematic Review of the Potential  Uses of Pine Bark in Food Industry and Health Care. Trends Food Sci Technol 2019, 88, 558–566.  85. Xie, Q.; Liu, Z.; Li, Z. Chemical Composition and Antioxidant Activity of Essential Oil of Six Pinus Taxa Native to China. Mol‐ ecules 2015, 20, 9380–9392. https://doi.org/10.3390/molecules20059380.  86. Zeng, W.‐C.; Zhang, Z.; Gao, H.; Jia, L.‐R.; He, Q. Chemical Composition, Antioxidant, and Antimicrobial Activities of Essential  Oil from Pine Needle (Cedrus Deodara). J. Food Sci. 2012, 77, C824–C829. https://doi.org/10.1111/j.1750‐3841.2012.02767.x.  87. ISO279:1998—Essential Oils‐Determination of Relative Density at 20 °C‐Reference Method; ISO: Geneva, Switzerland, 1998.  88. Council of Europe; European Pharmacopoeia Commission; European Directorate for the Quality of Medicines & Healthcare  EDQM. European Pharmacopoeia; Council of Europe: Strasbourg, France, 2013; ISBN 9789287189127.  89. Benzie, I.F.F.; Strain, J.J. The Ferric Reducing Ability of Plasma (FRAP) as a Measure of “Antioxidant Power”: The FRAP Assay.  Anal. Biochem. 1996, 239, 70–76. https://doi.org/10.1006/abio.1996.0292.  90. Gaspar‐Pintiliescu, A.; Popescu, A.F. Antioxidant and Acetylcholinesterase Inhibition Capacity of Hyrosols from Lamiaceae  Plants for Biopesticide Use. The Role of Phenolic Compounds. Res. Sq. 2022. https://doi.org/10.21203/rs.3.rs‐1288970/v1.  91. Fierascu, I.; Ditu, L.M.; Sutan, A.N.; Drăghiceanu, O.A.; Fierascu, R.C.; Avramescu, S.M.; Lungulescu, E.M.; Nicula, N.; Soare,  L.C. Influence of Gamma Irradiation on the Biological Properties of Asplenium Scolopendrium L. Hydroalcoholic Extracts.  Radiat. Phys. Chem. 2021, 181, 109175. https://doi.org/10.1016/j.radphyschem.2020.109175.  92. Caldefie‐Chézet, F.; Guerry, M.; Chalchat, J.‐C.; Fusillier, C.; Vasson, M.‐P.; Guillot, J. Anti‐Inflammatory Effects of Melaleuca  Alternifolia  Essential  Oil  on  Human  Polymorphonuclear  Neutrophils  and  Monocytes.  Free  Radic.  Res.  2004,  38,  805–811.  https://doi.org/10.1080/1071576042000220247.  93. Dhifi, W.; Bellili, S.; Jazi, S.; Bahloul, N.; Mnif, W. Essential Oils’ Chemical Characterization and Investigation of Some Biological  Activities: A Critical Review. Medicines 2016, 3, 25. https://doi.org/10.3390/medicines3040025.  94. Galili, S.; Hovav, R. Determination of Polyphenols, Flavonoids, and Antioxidant Capacity in Dry Seeds. In Polyphenols in Plants;  Elsevier: Amsterdam, Netherlands, 2014; pp. 305–323.  95. de Christo Scherer, M.M.; Marques, F.M.; Figueira, M.M.; Peisino, M.C.O.; Schmitt, E.F.P.; Kondratyuk, T.P.; Endringer, D.C.;  Scherer, R.; Fronza, M. Wound Healing Activity of Terpinolene and α‐Phellandrene by Attenuating Inflammation and Oxida‐ tive Stress in Vitro. J. Tissue Viability 2019, 28, 94–99. https://doi.org/10.1016/j.jtv.2019.02.003.  96. Ilijeva, R.; Buchbauer, G. Biological Properties of Some Volatile Phenylpropanoids. Nat. Prod. Commun. 2016, 11, 1619‐1629.  97. Puškárová, A.; Bučková, M.; Kraková, L.; Pangallo, D.; Kozics, K. The Antibacterial and Antifungal Activity of Six Essential Oils  and Their Cyto/Genotoxicity to Human HEL 12469 Cells. Sci. Rep. 2017, 7, 8211. https://doi.org/10.1038/s41598‐017‐08673‐9.  98. Semeniuc,  C.A.;  Pop,  C.R.;  Rotar, A.M. Antibacterial Activity  and  Interactions  of  Plant  Essential Oil Combinations against  Gram‐Positive and Gram‐Negative Bacteria. J. Food Drug Anal. 2017, 25, 403–408. https://doi.org/10.1016/j.jfda.2016.06.002.  99. Tampieri, M.P.; Galuppi, R.; Macchioni, F.; Carelle, M.S.; Falcioni, L.; Cioni, P.L.; Morelli, I. The Inhibition of Candida Albicans  by Selected Essential Oils and Their Major Components. Mycopathologia 2005, 159, 339–345. https://doi.org/10.1007/s11046‐003‐ 4790‐5.  100. Xiao, S.; Cui, P.; Shi, W.; Zhang, Y. Identification of Essential Oils with Activity against Stationary Phase Staphylococcus Aureus.  BMC Complement Med. 2020, 20, 99. https://doi.org/10.1186/s12906‐020‐02898‐4.  Appl. Sci. 2022, 12, 9482  19  of  19  101. Sharifi, A.; Mohammadzadeh, A.; Zahraei Salehi, T.; Mahmoodi, P. Antibacterial, Antibiofilm and Antiquorum Sensing Effects  of Thymus Daenensis and Satureja Hortensis Essential Oils against Staphylococcus Aureus Isolates. J. Appl. Microbiol. 2018, 124, 379– 388. https://doi.org/10.1111/jam.13639.  102. Cui, H.; Zhang, X.; Zhou, H.; Zhao, C.; Lin, L. Antimicrobial Activity and Mechanisms of Salvia Sclarea Essential Oil. Bot. Stud.  2015, 56, 16. https://doi.org/10.1186/s40529‐015‐0096‐4. 

Journal

Applied SciencesMultidisciplinary Digital Publishing Institute

Published: Sep 21, 2022

Keywords: essential oils; antioxidant potential; GS-MS; antimicrobial activity

There are no references for this article.