Get 20M+ Full-Text Papers For Less Than $1.50/day. Start a 14-Day Trial for You or Your Team.

Learn More →

Comprehensive Analysis of the Histone Deacetylase Gene Family in Chinese Cabbage (Brassica rapa): From Evolution and Expression Pattern to Functional Analysis of BraHDA3

Comprehensive Analysis of the Histone Deacetylase Gene Family in Chinese Cabbage (Brassica rapa):... Communication  Comprehensive Analysis of the Histone Deacetylase Gene  Family in Chinese Cabbage (Brassica rapa): From Evolution  and Expression Pattern to Functional Analysis of BraHDA3  Seung Hee Eom and Tae Kyung Hyun *  Department of Industrial Plant Science and Technology, Chungbuk National University,   Cheongju 28644, Korea; eom0214@naver.com  *  Correspondence: taekyung7708@chungbuk.ac.kr; Tel. +82‐43‐261‐2520  Abstract: Histone deacetylases (HDACs) are known as erasers that remove acetyl groups from ly‐ sine residues in histones. Although plant HDACs play essential roles in physiological processes,  including various stress responses, our knowledge concerning HDAC gene families and their evo‐ lutionary  relationship  remains  limited.  In  Brassica  rapa  genome,  we  identified  20  HDAC  genes,  which are divided into three major groups: RPD3/HDA1, HD2, and SIR2 families. In addition, seven  pairs of segmental duplicated paralogs and one pair of tandem duplicated paralogs were identified  in the B. rapa HDAC (BraHDAC) family, indicating that segmental duplication is predominant for  the expansion of the BraHDAC genes. The expression patterns of paralogous gene pairs suggest a  divergence in the function of BraHDACs under various stress conditions. Furthermore, we sug‐ Citation: Eom, S.H.; Hyun, T.K.  gested that BraHDA3 (homologous of Arabidopsis HDA14) encodes the functional HDAC enzyme,  Comprehensive Analysis of the   which can be inhibited by Class I/II HDAC inhibitor SAHA. As a first step toward understanding  Histone Deacetylase Gene Family in  the epigenetic responses to environmental stresses in Chinese cabbage, our results provide a solid  Chinese cabbage (Brassica rapa):  foundation for functional analysis of the BraHDAC family.  From Evolution and Expression   Pattern to Functional Analysis of  Keywords: Chinese cabbage; duplication; epigenetics; histone deacetylase  BraHDA3. Agriculture 2021, 11, 244.  https://doi.org/10.3390/  agriculture11030244  1. Introduction  Academic Editor: Kevin Begcy   Epigenetic regulation, including DNA and histone modifications, plays an essential  and Laramy Enders  role in controlling chromatin structure, with the nucleosome as the basic organization unit  Received: 24 February 2021  [1]. In eukaryotes, post‐transcriptional histone modifications such as acetylation, methyl‐ Accepted: 10 March 2021  ation, ubiquitination, and sumoylation enable the regulation of mRNA expression by re‐ Published: 12 March 2021  cruiting histone writers, erasers, and readers [2]. Among these modifications, histone acet‐ ylation in different lysine residues of histones by histone acetyltransferases (HATs) is re‐ Publisher’s Note: MDPI stays neu‐ quired for opening the chromatin structure to allow binding of RNA polymerase II and  tral with regard to jurisdictional  transcription factors; in contrast, histone deacetylases (HDACs) maintain the homeotic  claims in published maps and insti‐ balance of histone acetylation by removing the acetyl groups from hyperacetylated his‐ tutional affiliations.  tones [1,3]. The highly dynamic balance of the histone acetylation and deacetylation is  mostly maintained by the physical and functional interplay between HAT and HDAC  activities [3], and serves as a major epigenetic regulatory mechanism for gene transcrip‐ tion and in turn governs numerous physiological processes [4].  Copyright:  ©  2021  by  the  authors.  In higher plants, HDACs are generally classified into three distinct groups: the re‐ Licensee  MDPI,  Basel,  Switzerland.  duced potassium dependence 3/histone deacetylase 1 (RPD3/HDA1) family, silent infor‐ This article  is an open access article  mation regulator 2 (SIR2) family, and histone deacetylase 2 (HD2) family [5]. Since 18  distributed  under  the  terms  and  HDACs were identified in the Arabidopsis thaliana genome [6], several HDACs have been  conditions of the Creative Commons  Attribution  (CC  BY)  license  identified and isolated from rice [7], soybean [8], grape [9], litchi [10], maize [11], and  (http://creativecommons.org/licenses cotton [12]. These indicate that genome‐wide mining and comparative analysis are pow‐ /by/4.0/).  erful approach to identify genes and understand the evolutionary relationships of genes.  Agriculture 2021, 11, 244. https://doi.org/10.3390/agriculture11030244  www.mdpi.com/journal/agriculture  Agriculture 2021, 11, 244  2  of  10  Genetic and physiological studies on Arabidopsis have shown that HDA6, HDA9, HDA15,  HDA19, HD2C, and AtSRT1 negatively regulate stress tolerance by regulating gene ex‐ pression  through  histone  acetylation  [13].  The  Arabidopsis  HDA6  mutants  showed  en‐ hanced induction of genes involved in the acetate biosynthesis pathway, which resulted  in enhanced drought tolerance [14]. Similarly, the loss‐of‐function of HDA9 showed in‐ creased tolerance against salt and drought stresses [15]. In addition, HDA19‐deficiency  enhanced tolerance to high‐salinity, drought, and heat stresses in Arabidopsis [16]. In con‐ trast, HDA19 overexpression in Arabidopsis enhanced disease resistance against Alternaria  brassicicola via increased transcription of jasmonic acid and ethylene responsive genes [17].  In rice plants, overexpression of OsHDA705, a member of the RPD3/HDA1 family, re‐ sulted in decreased salt and abscisic acid (ABA) stress tolerance during seed germination,  whereas its overexpression resulted in enhanced osmotic stress resistance during the seed‐ ling stage [18]. The decrease in levels of histone H4 acetylation because of the overexpres‐ sion of OsHDT701 (rice HD2 family) caused reduced resistance against rice pathogens  Magnaporthe oryzae and Xanthomonas oryzae pv oryzae [7], whereas the overexpression of  HDT701 in transgenic rice leads to increased tolerance to NaCl and polyethylene glycol  stresses [19]. Furthermore, mitogen‐activated protein kinase 3 phosphorylates the histone  deacetylase HD2B to control the transcription of biotic stress response genes [20]. Collec‐ tively, these indicate the importance, diversity, and specificity of HDACs in response to  different stimuli.  Despite the knowledge concerning HDACs, the evolutionary relationships and func‐ tional information regarding the HDAC family in Brassica rapa, a crop species of economic  importance, remain largely unknown. In this study, we aimed at genome‐wide identifica‐ tion of the HDAC gene family in B. rapa genome. Expansion and evolutionary mechanisms  of this gene family were studied to explore the evolutionary relationships among B. rapa  HDAC family (BraHDAC). Furthermore, we analyzed the expression pattern of BraHDACs  under different abiotic stress condition, providing valuable information for further study  of BraHDAC gene functions.  2. Materials and Methods  2.1. Identification and Characterization of HDAC Family in B. rapa  Phytozome v12.1 (https://phytozome.jgi.doe.gov; Brassica rapa FPsc v1.3) was used to  identify HDACs in B. rapa genome using BLASTp with Arabidopsis HDACs as queries. The  conserved domains, molecular weight, phylogenetic, and isoelectric point (pI) analyses  and subcellular localization of putative BraHDACs has been conducted by Eom and Hyun  [21].  A  nomenclature  system  for  BraHDACs  (generic  name:  BraHDA1  to  16  for  the  RPD3/HDA1 family, BraHDT1 and 2 for the HD2 family, and BraSRT1 and 2 for the SIR2  family) was used as described by Hollender and Liu [6].  2.2. Gene Duplication and Calculating Duplication Times of BraHDAC Genes  The Plant Genome Duplication Database (http://chibba.agtec.uga.edu/duplication/)  was  used  to  identify  the  homologous  pairs  among  BraHDAC  genes.  Using  PAL2NAL  (http://www.bork.embl.de/pal2nal/),  the  synonymous  rate  (Ks),  nonsynonymous  rate  (Ka), and evolutionary constraint (Ka/Ks) of duplicated BraHDAC genes were analyzed.  −8 −6 The divergence time (T) was calculated using the formula T = Ks/(2 × 1.5 × 10 ) × 10   million years ago (MYA; [22]).  2.3. Plant Growth and Treatment Conditions  Chinese cabbage (cultivar Chunkwang) seeds were grown in a growth chamber un‐ der long‐day conditions at 22 °C and 60% relative humidity. After 4 weeks, Chinese cab‐ bage plants were treated at 40 °C, and samples were harvested at the times indicated in  Figure 2. Heat treatment was carried out three times, resulting in three biological repli‐ cates.    Agriculture 2021, 11, 244  3  of  10  2.4. The Analysis of BraHDAC Expression  Total RNA was extracted, quantified, and qualified using nanodrop. cDNA was syn‐ thesized using ReverTra Ace qPCR RT Master Mix with gDNA Remover. Quantitative  RT‐PCR (qRT‐PCR) was performed using the SYBR Green Real‐time PCR Master Mix. The  expression levels of each gene were normalized to the internal reference gene actin, and  then was expressed relative to its value at 0 h. The specific primer pairs were designed  using GenScript Real‐time PCR Primer Design tool, and are listed in Table S1.  2.5. Production of Recombinant BraHDA3 in E.coli, and the Analysis of HDAC Activity  The PCR product of BraHDA3 was ligated into the pCR‐Blunt, and subcloned into  the Escherichia coli expression vector pPROEX‐Htb vector that produces a histidine‐fused  translation product. To produce his tagged‐BraHDA3 fusion proteins, E.coli strain BL21  harboring pPROEX‐BraHDA3 plasmid was incubated at 37 °C. Once the optical density  at 600 nm reached 0.5, fusion proteins were produced by 0.1 mM isopropyl β‐ d‐1‐thio‐ galactopyranoside (IPTG) treatment for 16 h at 30 °C. The fusion protein was purified  using Ni‐NTA affinity purification, and the HDAC activity was determined using HDAC  Activity Colorimetric Assay Kit (BioVision, Milpitas, CA, USA). HDAC activity was cal‐ culated based on a standard curve generated with Ac‐Lys‐pNA (deacetylated standard).  2.6. Statistical Analyses  The experimental results are expressed as means ± SE. SPSS Statistics version 25 (IBM  Microsoft, New York, NY, USA) was used to carry out statistical analyses (Duncan multi‐ ple range tests). P values < 0.05 were regarded as statistically significant difference.  3. Results and Discussion  3.1. Identification of Histone Deacetylases in Chinese Cabbage  Since HDACs have been introduced as erasers of epigenetic acetylation marks on  lysine residues in histones, a number of plant HDAC genes have been identified from a  variety of plant species [3]. From the B. rapa genome, we identified 20 HDAC members  (Table 1). Among them, BraHDA6 was the largest protein, with 651 amino acids (AA),  whereas BraHDA1  was  identified  as the smallest protein with 254 AA. The molecular  weight of BraHDACs varied according to protein size, ranging from 28.8 KDa to 72.1 KDa,  and their pI varied from 4.52 (BraHDT2) to 8.96 (BraSRT1). Subcellular locations as pre‐ dicted by WoLF PSORT indicated that BraHDACs were potentially localized in the cyto‐ sol, nucleus, chloroplast, mitochondria, and peroxisome (Table 1). Similar to the Arabidop‐ sis and soybean HD2 proteins [23,24], the B. rapa HD2 family were predicted as nuclear  proteins (Table 1). In addition, BraSRT1 and BraSRT2 appeared to be localized in the mi‐ tochondria and nucleus, respectively, similar to the rice SRT (silent information regulator)  family [25]. Taken together, the various localization patterns of BraHDACs indicated that  they may have distinct roles.  Plant RPD3/HDA1, HD2, and SIR2 families have been characterized by the presence  of  conserved  domains  such  as  the  Hist_deacetyl  domain  (PF00850),  SIR2  domain  (PF02146),  and  ZnF_C2H2  domain  (SM000355)  [11,12].  As  shown  in  Figure  1A,  BraHDACs were divided into three major classes: RPD3/HDA1, HD2, and SIR2 families.  The B. rapa genome encodes 16 proteins (Figures 1 and S1) clustered in the RPD3/HDA1  family  contained  the  conserved  Hist_deacetyl  domain.  In  addition,  two  SIR2  family  HDACs with highly conserved SIR2 domain and two HD2 family HDACs with conserved  zinc finger C2H2 type domain (ZnF_C2H2) were identified. Another type of zinc finger  domain, ZnF_RTZ (SM000547), has been found in BraHDA07, indicating that BraHDT1,  BraHDT1, and BraHDA07 have high binding affinity to DNA or modulate protein‐protein  interactions mediated by zinc finger domains [26]. The presence of domains similar to  those in other plant HDACs suggested that all putative BraHDACs belong to the histone  deacetylase family.    Agriculture 2021, 11, 244  4  of  10  Figure 1. Phylogenetic tree, domain architectures (A) and synteny analysis (B) of the Brassica rapa  HDAC family. Using the neighbor‐joining method, phylogenetic tree was generated. The conserved  domains in the putative BraHDACs were analyzed with the SMART program. Paralogous gene  pairs were analyzed using plant genome duplication database.  Table 1. Histone deacetylase gene family in Brassica rapa.  Subcellular Localiza‐ Name  Gene ID  Location  CDS (bp)  AA  Intron Nr.  pI  kDa  tion  BraHDA1  Brara.A02927.1  A01:24968034..24970355  765  254  7  4.98  28.8  Cytosol  BraHDA2  Brara.A03767.1  A01:29972774..29976555  1509  502  5  5.17  56.0  Nucleus  BraHDA3  Brara.A00453.1  A01:2203688..2206445  1278  425  8  6.06  45.9  Chloroplast  BraHDA4  Brara.B03745.1  A02:30976246..30978653  1668  555  8  5.93  62.0  Cytosol  BraHDA5  Brara.C03690.1  A03:19011956..19014935  1797  598  13  6.00  65.8  Nucleus  BraHDA6  Brara.C04226.1  A03:22262637..22266032  1956  651  12  5.23  72.1  Cytosol  BraHDA7  Brara.E02343.1  A05:21170590..21174613  1638  545  16  5.60  59.8  Nucleus  BraHDA8  Brara.F01687.1  A06:10370998..10372699  1230  409  4  4.97  45.4  Cytosol  BraHDA9  Brara.F01690.1  A06:10386796..10389169  1200  399  4  5.82  44.4  Cytosol  BraHDA10  Brara.F01971.1  A06:14950658..14953055  1272  423  4  8.70  47.6  Mitochondrial  BraHDA11  Brara.F02002.1  A06:16050873..16053859  1281  426  13  5.32  48.7  Cytosol  BraHDA12  Brara.F02210.1  A06:18915988..18918237  921  306  4  4.96  34.3  Nucleus  BraHDA13  Brara.F02773.1  A06:22749037..22751166  1119  372  9  6.17  42.0  Cytosol  BraHDA14  Brara.I00647.1  A09:3621688..3625470  1959  652  12  5.32  71.5  Peroxisome  BraHDA15  Brara.I00727.1  A09:4109663..4112303  1413  470  5  4.94  52.7  Nucleus  BraHDA16  Brara.I05307.1  A09:43269577..43271821  1161  386  2  5.68  42.2  Cytosol  BraHDT1  Brara.A02332.1  A01:17662954..17671061  786  261  7  6.52  28.0  Nucleus  BraHDT2  Brara.J02801.1  A10:19273043..19274967  858  285  6  4.52  31.2  Nucleus  BraSRT1  Brara.B00303.1  A02:1417334..1419795  1047  357  8  8.96  39.7  Mitochondrial  BraSRT2  Brara.C01390.1  A03:6592244..6595515  1407  468  13  6.49  52.4  Nucleus    Agriculture 2021, 11, 244  5  of  10  3.2. Gene Duplication Analysis of BraHDACs  Gene duplication has long been regarded as a key evolutionary process for acquiring  new genes and genetic novelty [27]. It could occur on any of these scales: whole genome  duplication, segmental duplication, and single gene duplication including tandem dupli‐ cation [28]. It has been shown that some HDACs expanded in the Gossypium and soybean  genomes partly because of segmental duplication events [12,24]. In the B. rapa genome, 20  BraHDACs were asymmetrically distributed on 7 chromosomes (Table 1). Chromosome  A06 contains the highest density of HDACs with six members (BraHDA8 to 13), followed  by  chromosome  A01  with  four  genes  (BraHDA1  to  3,  BraSRT1),  whereas  only  one  BraHDAC was present on chromosome A05 (Table 1). A tandem duplication is character‐ ized as two or more adjacent homologous genes located physically “close” to one another;  tandem duplicated pairs are paralogous genes on the same chromosome within a 50 kb  physical distance [29], indicating that only one set (BraHDA8 and 9) was tandemly dupli‐ cated on chromosome A06 separated by 14,097 bp (Table 1) with 85.7% and 75.4% of se‐ quence identity at the nucleotide and protein levels. To further determine whether seg‐ mental duplication events also contributed to the expansion of BraHDACs, we analyzed  the PGDD database combined with phylogenetic analysis. As shown in Figure 1B, seven  duplicated BraHDAC gene pairs were identified, indicating that segmental duplication is  a major contributory event leading to the expansion of BraHDAC genes in B. rapa genome.  The highest frequency of segmental duplication events occurred between chromosomes  A06 and 09, which contained two segmentally duplicated gene pairs.  To examine the evolutionary selection process of eight duplicated gene pairs in B.  rapa genome, we analyzed the evolutionary constraint (Ka/Ks). Ka/Ks ratios ranged from  0.0895 to 0.8713, and the average Ka/Ks value of the duplicated gene pairs was 0.404 (Table  2). This indicates that these duplicated gene pairs were subjected to negative selection  (purifying selection), similar to duplicated HDAC gene pairs in Gossypium and soybean  genomes [12,24]. The segmental duplications of HDAC genes in B. rapa genome occurred  between 12.73 MYA and 42.04 MYA, with the average value being 29.19 MYA. The Ks of  tandem duplications of BraHDAC genes was 0.1640, dating the duplication event at 5.47  MYA (Table 2). Brassicaceae, including Arabidopsis and Brassica, have been shown to have  undergone three rounds of whole genome duplication, including γ triplication (135 MYA)  and β (90–100 MYA) and α (24–40 MYA) duplications [30–32]. In addition, B. rapa exhibits  this complex history, with the addition of a whole‐genome triplication occurring between  13 and 17 MYA [33], indicating that the segmental duplications of BraHDAC genes, except  BraHDA 5/7 and BraHDA 12/15 gene pairs, occurred before whole‐genome triplication of  the Brassica genome.  Table 2. Divergence between paralogous histone acetyltransferase gene pairs in Brassica rapa.  Gene 1  Gene 2  S  N  Ks  Ka  Ka/Ks  Mya  BraHDA8  BraHDA9  298.2  898.8  0.1640  0.1429  0.8713  5.47  BraHDA1  BraHDA5  176.0  574.0  1.2612  0.6244  0.4951  42.04  BraHDA1  BraHDA7  165.2  545.8  1.2066  0.4168  0.3454  40.22  BraHDA4  BraHDA6  371.3  1194.7  0.8011  0.3165  0.3951  26.70  BraHDA4  BraHDA14  399.2  1229.8  0.8870  0.3867  0.4360  29.57  BraHDA5  BraHDA7  319.5  925.5  0.4043  0.1344  0.3324  13.48  BraHDA15  BraHDA8  302.9  906.1  1.1871  0.3172  0.2672  39.57  BraHDA15  BraHDA12  215.5  693.5  0.3818  0.0342  0.0895  12.73  3.3. Effects of Heat Stress on Acetylation Status of Histone H3 in Chinese Cabbage  Heat stress induces excessive generation of reactive oxygen species, resulting in al‐ terations in plant growth, development, photosynthesis, physiological processes, and pro‐ duction yield [34]. To evaluate the efficacy of heat treatment (40 °C), the physiological    Agriculture 2021, 11, 244  6  of  10  response of Chinese cabbage including lipid peroxidation and proline content was ana‐ lyzed. As shown in Figure 2A, heat stress induced the accumulation of malondialdehyde  (MDA), which is an indicator of lipid peroxidation [35]. In higher plants, the accumulation  of proline, an amino acid and a compatible solute, is a common phenomenon in response  to various environmental stresses [36]. We observed an increase in proline levels in re‐ sponse to heat stress (Figure 2B). The accumulated proline purportedly acts as a compat‐ ible osmolyte, molecular chaperone, cytosolic pH buffer, cell redox balancer, free radical  scavenger, and stabilizer for subcellular structures during various stresses, especially os‐ motic and salt stresses [36,37], and improves resistance to various stresses [38]. However,  proline accumulation in response to heat stress leads to increased production of reactive  oxygen species in the mitochondria and inhibits ABA and ethylene biosynthesis, resulting  in increased sensitivity to heat stress [36]. Taken together, these physiological changes  suggested that the heat stress treatment was effective, and the leaves of heat‐treated plants  were harvested for further analyses.  To gain insight into the possible involvement of BraHDACs during their response to  heat stress, the expression profiles of BraHDACs were analyzed. As shown in Figure 2C,  exposure of Chinese cabbage plants to heat stress induced or repressed the expression of  BraHDACs. After 48‐h exposure to heat stress, expression levels of BraHDA2, BraHDA4,  BraHDA5, BraHDA6, BraHDA7, BraHDA11, BraHDA12, BraHDA15, BraHDA16, BraHDT2,  and BraSRT2 had increased, whereas those of other BraHDACs decreased, remained un‐ changed, or were undetected. In addition, the transcript level of BraHDA13, BraHDA15,  BraHDA16, BraHDT2, and BraSRT2 was up‐regulated in response to drought, salt, and  wounding,  whereas  the  decreasing  level  of  BraHDA2,  BraHDA3,  BraHDA9,  and  BraHDA14 transcripts was observed (Figure S2). Under heat‐stress condition, BraHDA4  and  BraHDA14  exhibited  a  different  expression  pattern,  although  BraHDA4  and  BraHDA14 were clustered into same sub‐group in RPD3/HDA1 family, indicating that the  duplication of those genes resulted in divergence of their expression pattern and function.  Similar with BraHDACs, several Arabidopsis HDACs and maize HDACs in the class II of  RPD3/HDA1 family  were induced  by heat  treatment  [11,39].  In addition, Arabidopsis,  maize  and  cotton  HDACs  were  differentially  expressed  in  response  to  hormones  and  stresses, suggesting the functional divergence and specific regulation of HDACs in re‐ sponse to a particular stress [11,12,39]. According to the abiotic stress induced expression  pattern of BraHDACs, we found that BraHDA8 was not expressed in leaves and on abiotic  stresses. Based on transcriptome analysis, transcript level of BraHDA8 has been detected  only in the silique [40], indicating that BraHDA8 should be expressed in specific tissue. In  addition, the expression pattern of paralogous gene pair (BraHDA4/14) diverged, whereas  three paralogous gene pairs (BraHDA4/6, BraHDA5/7, and BraHDA12/15) exhibited simi‐ lar expression patterns (Figure 2C) under heat stress condition. However, these expression  patterns were altered in response to different stresses including drought, salt, and wound‐ ing (Figure S2), indicating that BraHDACs had diversified substantially, which might be  due to the different divergent fates after duplications.    Agriculture 2021, 11, 244  7  of  10  Figure 2. Physiological response to heat stress in Chinese cabbage. Changes in malondialdehyde (A)  and proline (B) levels after exposure to heat stress (40 °C) were determined. (C) Expression patterns  of Brassica rapa histone deacetylases (BraHDACs) in response to heat stress. Expression is indicated  as a log2 ratio of experimental treatments relative to the values at 0 h. The bars represent the mean  ± standard error across three independent experiments. Different letters indicate statistically signif‐ icant differences (p < 0.05).  3.4. Histone Deacetylase Activity of BarHDA3  Although many fundamental questions remain unanswered regarding the physio‐ logical function of plant HDACs in response to environmental stresses, it has been shown  that  RPD3/HDA1  family  including  Arabidopsis  HDA5/14/15/18/19  positively  or  nega‐ tively regulated to the environmental‐stress tolerances [41]. Among them, AtHDA14 con‐ trolled the activation state of RuBisCO under low‐light condition, and is involved in bio‐ synthesis of melatonin, which plays an important role in plant response to environmental  stresses [42,43]. Under heat stress condition, exogenous melatonin improved the antioxi‐ dant defense systems, resulting in the suppression of heat stress‐induced damage [44]. In  Chinese cabbage,  BraHDA3, homologous of AtHDA14 (Figure S1), dramatically down‐ regulated in response to heat stress (Figure 2C). This indicates that down‐regulation of  BraHDA3 might be required for the expression of heat response genes, although the phys‐ iological  function  of  BraHDA3  needs  to  be  characterized.  To  analyze  the  function  of  BraHDA3, recombinant BraHDA3 (BraHDA3‐His) was prepared using E. coli expression  system. As shown in Figure 3, purified recombinant BraHDA3 protein gave an activity of  18.1 μM/100 μg of protein. When HDAC inhibitor SAHA (5 μM) was mixed with purified  recombinant BraHDA3 protein, the HDAC activity decreased to 3.8 μM/100 μg of protein.  This indicates that BraHDA3 encodes the functional HDAC enzyme, which can be inhib‐ ited by Class I/II HDAC inhibitor SAHA.    Agriculture 2021, 11, 244  8  of  10  Figure 3. HDAC activity of recombinant BraHDA3. SDS‐PAGE exhibited the purified recombinant  BraHDA3 proteins. BraHDA3 enzyme activity was analyzed using HDAC Activity Colorimetric  Assay Kit. Different letters indicate statistically significant differences (p < 0.05).  4. Conclusions  Despite the knowledge concerning HDACs, evolutionary and functional information  regarding HDACs in B. rapa remains relatively unknown. In this study, we identified 20  putative BraHDAC genes divided into three major classes: RPD3/HDA1, HD2, and SIR2  families. Most HDAC gene duplications in B. rapa appeared to have been caused by seg‐ mental  duplication,  which  occurred  between  12.73  MYA  and  42.04  MYA.  Several  BraHDACs were up‐ or down‐regulated by abiotic stress treatments, indicating that the  variation of BraHDAC transcription levels may contribute to alteration in histone H3 acet‐ ylation levels in response to various stresses. Our results provide a solid foundation for  further understanding of the underlying evolutionary mechanisms in the HDAC family  and  will  provide  the  basis  for  future  research  on  functional  characterization  of  the  BraHDAC family in response to environmental stresses.  Supplementary  Materials:  The  following  are  available  online  at  www.mdpi.com/2077‐ 0472/11/3/244/s1, Table S1: Primer sequences for PCR analysis, Figure S1. Phylogenetic relationships  of Arabidopsis, maize, and Brassica rapa HDACs, Figure S2: Expression pattern of BraHDAC genes  in response to wounding, salt, and drought stresses.  Author Contributions: Conceptualization, S.H.E. and T.K.H.; investigation, S.H.E.; writing—origi‐ nal draft preparation, S.H.E. and T.K.H.; writing—review and editing, S.H.E. and T.K.H. All authors  have read and agreed to the published version of the manuscript.  Funding: This work was carried out with the support of “Cooperative Research Program for Agri‐ culture Science and Technology Development (Project No. PJ01501905)” Rural Development Ad‐ ministration, Republic of Korea.  Institutional Review Board Statement: Not applicable.  Informed Consent Statement: Not applicable.  Data Availability Statement: The data presented in this study are available within the article.  Conflicts of Interest: The authors confirm that there is no conflict of interest to declare.  References  1. Lämke, J.; Bäurle, I. Epigenetic and chromatin‐based mechanisms in environmental stress adaptation and stress memory in  plants. Genome Biol. 2017, 18, 1–11.  2. Berr, A.; Shafiq, S.; Shen, W.H. Histone modifications in transcriptional activation during plant development. Biochim. Biophys.  Acta Gene Regul. Mech. 2011, 1809, 567–576, doi:10.1016/j.bbagrm.2011.07.001.  3. Chen, X.; Ding, A.B.; Zhong, X. Functions and mechanisms of plant histone deacetylases. Sci. China Life Sci. 2020, 63, 206–216.  4. Smith, L.M.; Pontes, O.; Searle, I.; Yelina, N.; Yousafzai, F.K.; Herr, A.J.; Pikaard, C.S.; Baulcombe, D.C. An SNF2 protein asso‐ ciated with nuclear RNA silencing and the spread of a silencing signal between cells in Arabidopsis. Plant Cell 2007, 19, 1507– 1521, doi:10.1105/tpc.107.051540.    Agriculture 2021, 11, 244  9  of  10  5. Pandey, R.; Müller, A.; Napoli, C.A.; Selinger, D.A.; Pikaard, C.S.; Richards, E.J.; Bender, J.; Mount, D.W.; Jorgensen, R.A. Anal‐ ysis of histone acetyltransferase and histone deacetylase families of Arabidopsis thaliana suggests functional diversification of  chromatin modification among multicellular eukaryotes. Nucleic Acids Res. 2002, 30, 5036–5055, doi:10.1093/nar/gkf660.  6. Hollender, C.; Liu, Z. Histone deacetylase genes in arabidopsis development. J. Integr. Plant Biol. 2008, 57, 875–885.  7. Hu, Y.; Qin, F.; Huang, L.; Sun, Q.; Li, C.; Zhao, Y.; Zhou, D.X. Rice histone deacetylase genes display specific expression pat‐ terns and developmental functions. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009, 388, 266–271, doi:10.1016/j.bbrc.2009.07.162.  8. Liew, L.C.; Singh, M.B.; Bhalla, P.L. An RNA‐Seq Transcriptome Analysis of Histone Modifiers and RNA Silencing Genes in  Soybean during Floral Initiation Process. PLoS ONE 2013, 8, e77502, doi:10.1371/journal.pone.0077502.  9. Aquea, F.; Timmermann, T.; Arce‐Johnson, P. Analysis of histone acetyltransferase and deacetylase families of Vitis vinifera.  Plant Physiol. Biochem. 2010, 48, 194–199, doi:10.1016/j.plaphy.2009.12.009.  10. Peng, M.; Ying, P.; Liu, X.; Li, C.; Xia, R.; Li, J.; Zhao, M. Genome‐wide identification of histone modifiers and their expression  patterns during fruit abscission in litchi. Front. Plant Sci. 2017, 8, doi:10.3389/fpls.2017.00639.  11. Zhang, K.; Yu, L.; Pang, X.; Cao, H.; Si, H.; Zang, J.; Xing, J.; Dong, J. In silico analysis of maize HDACs with an emphasis on  their response to biotic and abiotic stresses. PeerJ 2020, 8, e8539, doi:10.7717/peerj.8539.  12. Imran, M.; Shafiq, S.; Naeem, M.K.; Widemann, E.; Munir, M.Z.; Jensen, K.B.; Wang, R.R.C. Histone deacetylase (HDAC) gene  family in allotetraploid cotton and its diploid progenitors: In silico identification, molecular characterization, and gene expres‐ sion  analysis  under  multiple  abiotic  stresses,  DNA  damage  and  phytohormone  treatments.  Int.  J.  Mol.  Sci.  2020,  21,  321,  doi:10.3390/ijms21010321.  13. Hu, Y.; Lu, Y.; Zhao, Y.; Zhou, D.X. Histone Acetylation Dynamics Integrates Metabolic Activity to Regulate Plant Response to  Stress. Front. Plant Sci. 2019, 10, 1236.  14. Kim, J.M.; To, T.K.; Matsui, A.; Tanoi, K.; Kobayashi, N.I.; Matsuda, F.; Habu, Y.; Ogawa, D.; Sakamoto, T.; Matsunaga, S.; et al.  Acetate‐mediated novel survival strategy against drought in plants. Nat. Plants 2017, 3, doi:10.1038/nplants.2017.97.  15. Zheng, Y.; Ding, Y.; Sun, X.; Xie, S.; Wang, D.; Liu, X.; Su, L.; Wei, W.; Pan, L.; Zhou, D.X. Histone deacetylase HDA9 negatively  regulates salt and drought stress responsiveness in Arabidopsis. J. Exp. Bot. 2016, 67, 1703–1713, doi:10.1093/jxb/erv562.  16. Ueda, M.; Matsui, A.; Nakamura, T.; Abe, T.; Sunaoshi, Y.; Shimada, H.; Seki, M. Versatility of HDA19‐deficiency in increasing  the  tolerance  of  Arabidopsis  to  different  environmental  stresses.  Plant  Signal.  Behav.  2018,  13,  e1475808,  doi:10.1080/15592324.2018.1475808.  17. Zhou, C.; Zhang, L.; Duan, J.; Miki, B.; Wu, K. Histone Deacetylase19 is involved in jasmonic acid and ethylene signaling of  pathogen response in Arabidopsis. Plant Cell 2005, 17, 1196–1204, doi:10.1105/tpc.104.028514.  18. Zhao, J.; Li, M.; Gu, D.; Liu, X.; Zhang, J.; Wu, K.; Zhang, X.; Teixeira Da Silva, J.A.; Duan, J. Involvement of rice histone deacety‐ lase HDA705 in seed germination and in response to ABA and abiotic stresses. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2016, 470, 439– 444, doi:10.1016/j.bbrc.2016.01.016.  19. Zhao, J.; Zhang, J.; Zhang, W.; Wu, K.; Zheng, F.; Tian, L.; Liu, X.; Duan, J. Expression and functional analysis of the plant‐ specific histone deacetylase HDT701 in rice. Front. Plant Sci. 2015, 5, doi:10.3389/fpls.2014.00764.  20. Latrasse, D.; Jégu, T.; Li, H.; de Zelicourt, A.; Raynaud, C.; Legras, S.; Gust, A.; Samajova, O.; Veluchamy, A.; Rayapuram, N.;  et al. MAPK‐triggered chromatin reprogramming by histone deacetylase in plant innate immunity. Genome Biol. 2017, 18, 131,  doi.org/10.1186/s13059‐017‐1261‐8.  21. Eom, S.H.; Hyun, T.K. Histone acetyltransferases (HATs) in chinese cabbage: Insights from histone H3 acetylation and expres‐ sion profiling of HATs in response to abiotic stresses. J. Am. Soc. Hortic. Sci. 2018, 143, 296–303, doi:10.21273/JASHS04436‐18.  22. Koch, M.A.; Haubold, B.; Mitchell‐Olds, T. Comparative evolutionary analysis of chalcone synthase and alcohol dehydrogenase  loci  in  Arabidopsis,  Arabis,  and  related  genera  (Brassicaceae).  Mol.  Biol.  Evol.  2000,  17,  1483–1498,  doi:10.1093/oxfordjour‐ nals.molbev.a026248.  23. Zhou, C.; Labbe, H.; Sridha, S.; Wang, L.; Tian, L.; Latoszek‐Green, M.; Yang, Z.; Brown, D.; Miki, B.; Wu, K. Expression and  function  of  HD2‐type  histone  deacetylases  in  Arabidopsis  development.  Plant  J.  2004,  38,  715–724,  doi:10.1111/j.1365‐ 313X.2004.02083.x.  24. Yang, C.; Shen, W.; Chen, H.; Chu, L.; Xu, Y.; Zhou, X.; Liu, C.; Chen, C.; Zeng, J.; Liu, J.; et al. Characterization and subcellular  localization of histone deacetylases and their roles in response to abiotic stresses in soybean. BMC Plant Biol. 2018, 18, 226,  doi:10.1186/s12870‐018‐1454‐7.  25. Huang, L.; Sun, Q.; Qin, F.; Li, C.; Zhao, Y.; Zhou, D.X. Down‐regulation of a Silent Information Regulator2‐related histone  deacetylase  gene,  OsSRT1,  induces  DNA  fragmentation  and  cell  death  in  rice.  Plant  Physiol.  2007,  144,  1508–1519,  doi:10.1104/pp.107.099473.  26. Giesecke, A.V.; Fang, R.; Joung, J.K. Synthetic protein‐protein interaction domains created by shuffling Cys 2His2 zinc‐fingers.  Mol. Syst. Biol. 2006, 2, 0011, doi:10.1038/msb4100053.  27. Panchy,  N.;  Lehti‐Shiu,  M.;  Shiu,  S.H.  Evolution  of  gene  duplication  in  plants.  Plant  Physiol.  2016,  171,  2294–2316,  doi:10.1104/pp.16.00523.  28. Freeling, M. Bias in plant gene content following different sorts of duplication: Tandem, whole‐genome, segmental, or by trans‐ position. Annu. Rev. Plant Biol. 2009, 60, 433–453, doi:10.1146/annurev.arplant.043008.092122.  29. Cannon, S.B.; Mitra, A.; Baumgarten, A.; Young, N.D.; May, G. The roles of segmental and tandem gene duplication in the  evolution of large gene families in Arabidopsis thaliana. BMC Plant Biol. 2004, 4, 10, doi:10.1186/1471‐2229‐4‐10.    Agriculture 2021, 11, 244  10  of  10  30. Blanc, G.; Wolfe, K.H. Widespread paleopolyploidy in model plant species inferred from age distributions of duplicate genes.  Plant Cell 2004, 16, 1667–1678, doi:10.1105/tpc.021345.  31. Lysak, M.A.; Koch, M.A.; Pecinka, A.; Schubert, I. Chromosome triplication found across the tribe Brassiceae. Genome Res. 2005,  15, 516–525, doi:10.1101/gr.3531105.  32. Du, J.; Hu, S.; Yu, Q.; Wang, C.; Yang, Y.; Sun, H.; Yang, Y.; Sun, X. Genome‐wide identification and characterization of BrrTCP  transcription factors in Brassica rapa ssp. rapa. Front. Plant Sci. 2017, 8, 1588, doi:10.3389/fpls.2017.01588.  33. Cheng, F.; Wu, J.; Fang, L.; Sun, S.; Liu, B.; Lin, K.; Bonnema, G.; Wang, X. Biased gene fractionation and dominant gene expres‐ sion among the subgenomes of Brassica rapa. PLoS ONE 2012, 7, e36442, doi:10.1371/journal.pone.0036442.  34. Hasanuzzaman, M.; Nahar, K.; Alam, M.M.; Roychowdhury, R.; Fujita, M. Physiological, biochemical, and molecular mecha‐ Mol. Sci. 2013, 14, 9643–9684.  nisms of heat stress tolerance in plants. Int. J.  35. Morales, M.; Munné‐Bosch, S. Malondialdehyde: Facts and artifacts. Plant Physiol. 2019, 180, 1246–1250.  36. Lv, W.T.; Lin, B.; Zhang, M.; Hua, X.J. Proline accumulation is inhibitory to arabidopsis seedlings during heat stress. Plant  Physiol. 2011, 156, 1921–1933, doi:10.1104/pp.111.175810.  37. Szabados, L.; Savouré, A. Proline: A multifunctional amino acid. Trends Plant Sci. 2010, 15, 89–97.  38. Hayat, S.; Hayat, Q.; Alyemeni, M.N.; Wani, A.S.; Pichtel, J.; Ahmad, A. Role of proline under changing environments: A review.  Plant Signal. Behav. 2012, 7, 1456–1466.  39. Alinsug, M.V.; Yu, C.W.; Wu, K. Phylogenetic analysis, subcellular localization, and expression patterns of RPD3/HDA1 family  histone deacetylases in plants. BMC Plant Biol. 2009, 9, 37, doi:10.1186/1471‐2229‐9‐37.  40. Tong, C.; Wang, X.; Yu, J.; Wu, J.; Li, W.; Huang, J.; Dong, C.; Hua, W.; Liu, S. Comprehensive analysis of RNA‐seq data reveals  the complexity of the transcriptome in Brassica rapa. BMC Genom. 2013, 14, 689, doi:10.1186/1471‐2164‐14‐689.  41. Ueda, M.; Matsui, A.; Watanabe, S.; Kobayashi, M.; Saito, K.; Tanaka, M.; Ishida, J.; Kusano, M.; Seo, M.; Seki, M. Transcriptome  analysis of the hierarchical response of histone deacetylase proteins that respond in an antagonistic manner to salinity stress.  Front. Plant. Sci. 2019, 10, 1323, doi:10.3389/fpls.2019.01323.  42. Hartl, M.; Füßl, M.; Boersema, P.J.; Jost, J.O.; Kramer, K.; Bakirbas, A.; Sindlinger, J.; Plöchinger, M.; Leister, D.; Uhrig, G.; et al.  Lysine acetylome profiling uncovers novel histone deacetylase substrate proteins in Arabidopsis. Mol. Syst. Biol. 2017, 13, 949,  doi:10.15252/msb.20177819.  43. Lee, K.; Lee, H.Y.; Back, K. Rice histone deacetylase 10 and Arabidopsis histone deacetylase 14 genes encode N‐acetylserotonin  deacetylase, which catalyzes conversion of N‐acetylserotonin into serotonin, a reverse reaction for melatonin biosynthesis in  plants. J. Pineal Res. 2018, 64, e12460, doi:10.1111/jpi.12460.  44. Buttar, Z.A.; Wu, S.N.; Arnao, M.B.; Wang, C.; Ullah, I.; Wang, C. Melatonin suppressed the heat stress‐induced damage in  wheat seedlings by modulating the antioxidant machinery. Plants 2020, 9, 809, doi:10.3390/plants9070809.  http://www.deepdyve.com/assets/images/DeepDyve-Logo-lg.png Agriculture Multidisciplinary Digital Publishing Institute

Comprehensive Analysis of the Histone Deacetylase Gene Family in Chinese Cabbage (Brassica rapa): From Evolution and Expression Pattern to Functional Analysis of BraHDA3

Agriculture , Volume 11 (3) – Mar 12, 2021

Loading next page...
 
/lp/multidisciplinary-digital-publishing-institute/comprehensive-analysis-of-the-histone-deacetylase-gene-family-in-N878i2lP3t

References (47)

Publisher
Multidisciplinary Digital Publishing Institute
Copyright
© 1996-2021 MDPI (Basel, Switzerland) unless otherwise stated Disclaimer The statements, opinions and data contained in the journals are solely those of the individual authors and contributors and not of the publisher and the editor(s). MDPI stays neutral with regard to jurisdictional claims in published maps and institutional affiliations. Terms and Conditions Privacy Policy
ISSN
2077-0472
DOI
10.3390/agriculture11030244
Publisher site
See Article on Publisher Site

Abstract

Communication  Comprehensive Analysis of the Histone Deacetylase Gene  Family in Chinese Cabbage (Brassica rapa): From Evolution  and Expression Pattern to Functional Analysis of BraHDA3  Seung Hee Eom and Tae Kyung Hyun *  Department of Industrial Plant Science and Technology, Chungbuk National University,   Cheongju 28644, Korea; eom0214@naver.com  *  Correspondence: taekyung7708@chungbuk.ac.kr; Tel. +82‐43‐261‐2520  Abstract: Histone deacetylases (HDACs) are known as erasers that remove acetyl groups from ly‐ sine residues in histones. Although plant HDACs play essential roles in physiological processes,  including various stress responses, our knowledge concerning HDAC gene families and their evo‐ lutionary  relationship  remains  limited.  In  Brassica  rapa  genome,  we  identified  20  HDAC  genes,  which are divided into three major groups: RPD3/HDA1, HD2, and SIR2 families. In addition, seven  pairs of segmental duplicated paralogs and one pair of tandem duplicated paralogs were identified  in the B. rapa HDAC (BraHDAC) family, indicating that segmental duplication is predominant for  the expansion of the BraHDAC genes. The expression patterns of paralogous gene pairs suggest a  divergence in the function of BraHDACs under various stress conditions. Furthermore, we sug‐ Citation: Eom, S.H.; Hyun, T.K.  gested that BraHDA3 (homologous of Arabidopsis HDA14) encodes the functional HDAC enzyme,  Comprehensive Analysis of the   which can be inhibited by Class I/II HDAC inhibitor SAHA. As a first step toward understanding  Histone Deacetylase Gene Family in  the epigenetic responses to environmental stresses in Chinese cabbage, our results provide a solid  Chinese cabbage (Brassica rapa):  foundation for functional analysis of the BraHDAC family.  From Evolution and Expression   Pattern to Functional Analysis of  Keywords: Chinese cabbage; duplication; epigenetics; histone deacetylase  BraHDA3. Agriculture 2021, 11, 244.  https://doi.org/10.3390/  agriculture11030244  1. Introduction  Academic Editor: Kevin Begcy   Epigenetic regulation, including DNA and histone modifications, plays an essential  and Laramy Enders  role in controlling chromatin structure, with the nucleosome as the basic organization unit  Received: 24 February 2021  [1]. In eukaryotes, post‐transcriptional histone modifications such as acetylation, methyl‐ Accepted: 10 March 2021  ation, ubiquitination, and sumoylation enable the regulation of mRNA expression by re‐ Published: 12 March 2021  cruiting histone writers, erasers, and readers [2]. Among these modifications, histone acet‐ ylation in different lysine residues of histones by histone acetyltransferases (HATs) is re‐ Publisher’s Note: MDPI stays neu‐ quired for opening the chromatin structure to allow binding of RNA polymerase II and  tral with regard to jurisdictional  transcription factors; in contrast, histone deacetylases (HDACs) maintain the homeotic  claims in published maps and insti‐ balance of histone acetylation by removing the acetyl groups from hyperacetylated his‐ tutional affiliations.  tones [1,3]. The highly dynamic balance of the histone acetylation and deacetylation is  mostly maintained by the physical and functional interplay between HAT and HDAC  activities [3], and serves as a major epigenetic regulatory mechanism for gene transcrip‐ tion and in turn governs numerous physiological processes [4].  Copyright:  ©  2021  by  the  authors.  In higher plants, HDACs are generally classified into three distinct groups: the re‐ Licensee  MDPI,  Basel,  Switzerland.  duced potassium dependence 3/histone deacetylase 1 (RPD3/HDA1) family, silent infor‐ This article  is an open access article  mation regulator 2 (SIR2) family, and histone deacetylase 2 (HD2) family [5]. Since 18  distributed  under  the  terms  and  HDACs were identified in the Arabidopsis thaliana genome [6], several HDACs have been  conditions of the Creative Commons  Attribution  (CC  BY)  license  identified and isolated from rice [7], soybean [8], grape [9], litchi [10], maize [11], and  (http://creativecommons.org/licenses cotton [12]. These indicate that genome‐wide mining and comparative analysis are pow‐ /by/4.0/).  erful approach to identify genes and understand the evolutionary relationships of genes.  Agriculture 2021, 11, 244. https://doi.org/10.3390/agriculture11030244  www.mdpi.com/journal/agriculture  Agriculture 2021, 11, 244  2  of  10  Genetic and physiological studies on Arabidopsis have shown that HDA6, HDA9, HDA15,  HDA19, HD2C, and AtSRT1 negatively regulate stress tolerance by regulating gene ex‐ pression  through  histone  acetylation  [13].  The  Arabidopsis  HDA6  mutants  showed  en‐ hanced induction of genes involved in the acetate biosynthesis pathway, which resulted  in enhanced drought tolerance [14]. Similarly, the loss‐of‐function of HDA9 showed in‐ creased tolerance against salt and drought stresses [15]. In addition, HDA19‐deficiency  enhanced tolerance to high‐salinity, drought, and heat stresses in Arabidopsis [16]. In con‐ trast, HDA19 overexpression in Arabidopsis enhanced disease resistance against Alternaria  brassicicola via increased transcription of jasmonic acid and ethylene responsive genes [17].  In rice plants, overexpression of OsHDA705, a member of the RPD3/HDA1 family, re‐ sulted in decreased salt and abscisic acid (ABA) stress tolerance during seed germination,  whereas its overexpression resulted in enhanced osmotic stress resistance during the seed‐ ling stage [18]. The decrease in levels of histone H4 acetylation because of the overexpres‐ sion of OsHDT701 (rice HD2 family) caused reduced resistance against rice pathogens  Magnaporthe oryzae and Xanthomonas oryzae pv oryzae [7], whereas the overexpression of  HDT701 in transgenic rice leads to increased tolerance to NaCl and polyethylene glycol  stresses [19]. Furthermore, mitogen‐activated protein kinase 3 phosphorylates the histone  deacetylase HD2B to control the transcription of biotic stress response genes [20]. Collec‐ tively, these indicate the importance, diversity, and specificity of HDACs in response to  different stimuli.  Despite the knowledge concerning HDACs, the evolutionary relationships and func‐ tional information regarding the HDAC family in Brassica rapa, a crop species of economic  importance, remain largely unknown. In this study, we aimed at genome‐wide identifica‐ tion of the HDAC gene family in B. rapa genome. Expansion and evolutionary mechanisms  of this gene family were studied to explore the evolutionary relationships among B. rapa  HDAC family (BraHDAC). Furthermore, we analyzed the expression pattern of BraHDACs  under different abiotic stress condition, providing valuable information for further study  of BraHDAC gene functions.  2. Materials and Methods  2.1. Identification and Characterization of HDAC Family in B. rapa  Phytozome v12.1 (https://phytozome.jgi.doe.gov; Brassica rapa FPsc v1.3) was used to  identify HDACs in B. rapa genome using BLASTp with Arabidopsis HDACs as queries. The  conserved domains, molecular weight, phylogenetic, and isoelectric point (pI) analyses  and subcellular localization of putative BraHDACs has been conducted by Eom and Hyun  [21].  A  nomenclature  system  for  BraHDACs  (generic  name:  BraHDA1  to  16  for  the  RPD3/HDA1 family, BraHDT1 and 2 for the HD2 family, and BraSRT1 and 2 for the SIR2  family) was used as described by Hollender and Liu [6].  2.2. Gene Duplication and Calculating Duplication Times of BraHDAC Genes  The Plant Genome Duplication Database (http://chibba.agtec.uga.edu/duplication/)  was  used  to  identify  the  homologous  pairs  among  BraHDAC  genes.  Using  PAL2NAL  (http://www.bork.embl.de/pal2nal/),  the  synonymous  rate  (Ks),  nonsynonymous  rate  (Ka), and evolutionary constraint (Ka/Ks) of duplicated BraHDAC genes were analyzed.  −8 −6 The divergence time (T) was calculated using the formula T = Ks/(2 × 1.5 × 10 ) × 10   million years ago (MYA; [22]).  2.3. Plant Growth and Treatment Conditions  Chinese cabbage (cultivar Chunkwang) seeds were grown in a growth chamber un‐ der long‐day conditions at 22 °C and 60% relative humidity. After 4 weeks, Chinese cab‐ bage plants were treated at 40 °C, and samples were harvested at the times indicated in  Figure 2. Heat treatment was carried out three times, resulting in three biological repli‐ cates.    Agriculture 2021, 11, 244  3  of  10  2.4. The Analysis of BraHDAC Expression  Total RNA was extracted, quantified, and qualified using nanodrop. cDNA was syn‐ thesized using ReverTra Ace qPCR RT Master Mix with gDNA Remover. Quantitative  RT‐PCR (qRT‐PCR) was performed using the SYBR Green Real‐time PCR Master Mix. The  expression levels of each gene were normalized to the internal reference gene actin, and  then was expressed relative to its value at 0 h. The specific primer pairs were designed  using GenScript Real‐time PCR Primer Design tool, and are listed in Table S1.  2.5. Production of Recombinant BraHDA3 in E.coli, and the Analysis of HDAC Activity  The PCR product of BraHDA3 was ligated into the pCR‐Blunt, and subcloned into  the Escherichia coli expression vector pPROEX‐Htb vector that produces a histidine‐fused  translation product. To produce his tagged‐BraHDA3 fusion proteins, E.coli strain BL21  harboring pPROEX‐BraHDA3 plasmid was incubated at 37 °C. Once the optical density  at 600 nm reached 0.5, fusion proteins were produced by 0.1 mM isopropyl β‐ d‐1‐thio‐ galactopyranoside (IPTG) treatment for 16 h at 30 °C. The fusion protein was purified  using Ni‐NTA affinity purification, and the HDAC activity was determined using HDAC  Activity Colorimetric Assay Kit (BioVision, Milpitas, CA, USA). HDAC activity was cal‐ culated based on a standard curve generated with Ac‐Lys‐pNA (deacetylated standard).  2.6. Statistical Analyses  The experimental results are expressed as means ± SE. SPSS Statistics version 25 (IBM  Microsoft, New York, NY, USA) was used to carry out statistical analyses (Duncan multi‐ ple range tests). P values < 0.05 were regarded as statistically significant difference.  3. Results and Discussion  3.1. Identification of Histone Deacetylases in Chinese Cabbage  Since HDACs have been introduced as erasers of epigenetic acetylation marks on  lysine residues in histones, a number of plant HDAC genes have been identified from a  variety of plant species [3]. From the B. rapa genome, we identified 20 HDAC members  (Table 1). Among them, BraHDA6 was the largest protein, with 651 amino acids (AA),  whereas BraHDA1  was  identified  as the smallest protein with 254 AA. The molecular  weight of BraHDACs varied according to protein size, ranging from 28.8 KDa to 72.1 KDa,  and their pI varied from 4.52 (BraHDT2) to 8.96 (BraSRT1). Subcellular locations as pre‐ dicted by WoLF PSORT indicated that BraHDACs were potentially localized in the cyto‐ sol, nucleus, chloroplast, mitochondria, and peroxisome (Table 1). Similar to the Arabidop‐ sis and soybean HD2 proteins [23,24], the B. rapa HD2 family were predicted as nuclear  proteins (Table 1). In addition, BraSRT1 and BraSRT2 appeared to be localized in the mi‐ tochondria and nucleus, respectively, similar to the rice SRT (silent information regulator)  family [25]. Taken together, the various localization patterns of BraHDACs indicated that  they may have distinct roles.  Plant RPD3/HDA1, HD2, and SIR2 families have been characterized by the presence  of  conserved  domains  such  as  the  Hist_deacetyl  domain  (PF00850),  SIR2  domain  (PF02146),  and  ZnF_C2H2  domain  (SM000355)  [11,12].  As  shown  in  Figure  1A,  BraHDACs were divided into three major classes: RPD3/HDA1, HD2, and SIR2 families.  The B. rapa genome encodes 16 proteins (Figures 1 and S1) clustered in the RPD3/HDA1  family  contained  the  conserved  Hist_deacetyl  domain.  In  addition,  two  SIR2  family  HDACs with highly conserved SIR2 domain and two HD2 family HDACs with conserved  zinc finger C2H2 type domain (ZnF_C2H2) were identified. Another type of zinc finger  domain, ZnF_RTZ (SM000547), has been found in BraHDA07, indicating that BraHDT1,  BraHDT1, and BraHDA07 have high binding affinity to DNA or modulate protein‐protein  interactions mediated by zinc finger domains [26]. The presence of domains similar to  those in other plant HDACs suggested that all putative BraHDACs belong to the histone  deacetylase family.    Agriculture 2021, 11, 244  4  of  10  Figure 1. Phylogenetic tree, domain architectures (A) and synteny analysis (B) of the Brassica rapa  HDAC family. Using the neighbor‐joining method, phylogenetic tree was generated. The conserved  domains in the putative BraHDACs were analyzed with the SMART program. Paralogous gene  pairs were analyzed using plant genome duplication database.  Table 1. Histone deacetylase gene family in Brassica rapa.  Subcellular Localiza‐ Name  Gene ID  Location  CDS (bp)  AA  Intron Nr.  pI  kDa  tion  BraHDA1  Brara.A02927.1  A01:24968034..24970355  765  254  7  4.98  28.8  Cytosol  BraHDA2  Brara.A03767.1  A01:29972774..29976555  1509  502  5  5.17  56.0  Nucleus  BraHDA3  Brara.A00453.1  A01:2203688..2206445  1278  425  8  6.06  45.9  Chloroplast  BraHDA4  Brara.B03745.1  A02:30976246..30978653  1668  555  8  5.93  62.0  Cytosol  BraHDA5  Brara.C03690.1  A03:19011956..19014935  1797  598  13  6.00  65.8  Nucleus  BraHDA6  Brara.C04226.1  A03:22262637..22266032  1956  651  12  5.23  72.1  Cytosol  BraHDA7  Brara.E02343.1  A05:21170590..21174613  1638  545  16  5.60  59.8  Nucleus  BraHDA8  Brara.F01687.1  A06:10370998..10372699  1230  409  4  4.97  45.4  Cytosol  BraHDA9  Brara.F01690.1  A06:10386796..10389169  1200  399  4  5.82  44.4  Cytosol  BraHDA10  Brara.F01971.1  A06:14950658..14953055  1272  423  4  8.70  47.6  Mitochondrial  BraHDA11  Brara.F02002.1  A06:16050873..16053859  1281  426  13  5.32  48.7  Cytosol  BraHDA12  Brara.F02210.1  A06:18915988..18918237  921  306  4  4.96  34.3  Nucleus  BraHDA13  Brara.F02773.1  A06:22749037..22751166  1119  372  9  6.17  42.0  Cytosol  BraHDA14  Brara.I00647.1  A09:3621688..3625470  1959  652  12  5.32  71.5  Peroxisome  BraHDA15  Brara.I00727.1  A09:4109663..4112303  1413  470  5  4.94  52.7  Nucleus  BraHDA16  Brara.I05307.1  A09:43269577..43271821  1161  386  2  5.68  42.2  Cytosol  BraHDT1  Brara.A02332.1  A01:17662954..17671061  786  261  7  6.52  28.0  Nucleus  BraHDT2  Brara.J02801.1  A10:19273043..19274967  858  285  6  4.52  31.2  Nucleus  BraSRT1  Brara.B00303.1  A02:1417334..1419795  1047  357  8  8.96  39.7  Mitochondrial  BraSRT2  Brara.C01390.1  A03:6592244..6595515  1407  468  13  6.49  52.4  Nucleus    Agriculture 2021, 11, 244  5  of  10  3.2. Gene Duplication Analysis of BraHDACs  Gene duplication has long been regarded as a key evolutionary process for acquiring  new genes and genetic novelty [27]. It could occur on any of these scales: whole genome  duplication, segmental duplication, and single gene duplication including tandem dupli‐ cation [28]. It has been shown that some HDACs expanded in the Gossypium and soybean  genomes partly because of segmental duplication events [12,24]. In the B. rapa genome, 20  BraHDACs were asymmetrically distributed on 7 chromosomes (Table 1). Chromosome  A06 contains the highest density of HDACs with six members (BraHDA8 to 13), followed  by  chromosome  A01  with  four  genes  (BraHDA1  to  3,  BraSRT1),  whereas  only  one  BraHDAC was present on chromosome A05 (Table 1). A tandem duplication is character‐ ized as two or more adjacent homologous genes located physically “close” to one another;  tandem duplicated pairs are paralogous genes on the same chromosome within a 50 kb  physical distance [29], indicating that only one set (BraHDA8 and 9) was tandemly dupli‐ cated on chromosome A06 separated by 14,097 bp (Table 1) with 85.7% and 75.4% of se‐ quence identity at the nucleotide and protein levels. To further determine whether seg‐ mental duplication events also contributed to the expansion of BraHDACs, we analyzed  the PGDD database combined with phylogenetic analysis. As shown in Figure 1B, seven  duplicated BraHDAC gene pairs were identified, indicating that segmental duplication is  a major contributory event leading to the expansion of BraHDAC genes in B. rapa genome.  The highest frequency of segmental duplication events occurred between chromosomes  A06 and 09, which contained two segmentally duplicated gene pairs.  To examine the evolutionary selection process of eight duplicated gene pairs in B.  rapa genome, we analyzed the evolutionary constraint (Ka/Ks). Ka/Ks ratios ranged from  0.0895 to 0.8713, and the average Ka/Ks value of the duplicated gene pairs was 0.404 (Table  2). This indicates that these duplicated gene pairs were subjected to negative selection  (purifying selection), similar to duplicated HDAC gene pairs in Gossypium and soybean  genomes [12,24]. The segmental duplications of HDAC genes in B. rapa genome occurred  between 12.73 MYA and 42.04 MYA, with the average value being 29.19 MYA. The Ks of  tandem duplications of BraHDAC genes was 0.1640, dating the duplication event at 5.47  MYA (Table 2). Brassicaceae, including Arabidopsis and Brassica, have been shown to have  undergone three rounds of whole genome duplication, including γ triplication (135 MYA)  and β (90–100 MYA) and α (24–40 MYA) duplications [30–32]. In addition, B. rapa exhibits  this complex history, with the addition of a whole‐genome triplication occurring between  13 and 17 MYA [33], indicating that the segmental duplications of BraHDAC genes, except  BraHDA 5/7 and BraHDA 12/15 gene pairs, occurred before whole‐genome triplication of  the Brassica genome.  Table 2. Divergence between paralogous histone acetyltransferase gene pairs in Brassica rapa.  Gene 1  Gene 2  S  N  Ks  Ka  Ka/Ks  Mya  BraHDA8  BraHDA9  298.2  898.8  0.1640  0.1429  0.8713  5.47  BraHDA1  BraHDA5  176.0  574.0  1.2612  0.6244  0.4951  42.04  BraHDA1  BraHDA7  165.2  545.8  1.2066  0.4168  0.3454  40.22  BraHDA4  BraHDA6  371.3  1194.7  0.8011  0.3165  0.3951  26.70  BraHDA4  BraHDA14  399.2  1229.8  0.8870  0.3867  0.4360  29.57  BraHDA5  BraHDA7  319.5  925.5  0.4043  0.1344  0.3324  13.48  BraHDA15  BraHDA8  302.9  906.1  1.1871  0.3172  0.2672  39.57  BraHDA15  BraHDA12  215.5  693.5  0.3818  0.0342  0.0895  12.73  3.3. Effects of Heat Stress on Acetylation Status of Histone H3 in Chinese Cabbage  Heat stress induces excessive generation of reactive oxygen species, resulting in al‐ terations in plant growth, development, photosynthesis, physiological processes, and pro‐ duction yield [34]. To evaluate the efficacy of heat treatment (40 °C), the physiological    Agriculture 2021, 11, 244  6  of  10  response of Chinese cabbage including lipid peroxidation and proline content was ana‐ lyzed. As shown in Figure 2A, heat stress induced the accumulation of malondialdehyde  (MDA), which is an indicator of lipid peroxidation [35]. In higher plants, the accumulation  of proline, an amino acid and a compatible solute, is a common phenomenon in response  to various environmental stresses [36]. We observed an increase in proline levels in re‐ sponse to heat stress (Figure 2B). The accumulated proline purportedly acts as a compat‐ ible osmolyte, molecular chaperone, cytosolic pH buffer, cell redox balancer, free radical  scavenger, and stabilizer for subcellular structures during various stresses, especially os‐ motic and salt stresses [36,37], and improves resistance to various stresses [38]. However,  proline accumulation in response to heat stress leads to increased production of reactive  oxygen species in the mitochondria and inhibits ABA and ethylene biosynthesis, resulting  in increased sensitivity to heat stress [36]. Taken together, these physiological changes  suggested that the heat stress treatment was effective, and the leaves of heat‐treated plants  were harvested for further analyses.  To gain insight into the possible involvement of BraHDACs during their response to  heat stress, the expression profiles of BraHDACs were analyzed. As shown in Figure 2C,  exposure of Chinese cabbage plants to heat stress induced or repressed the expression of  BraHDACs. After 48‐h exposure to heat stress, expression levels of BraHDA2, BraHDA4,  BraHDA5, BraHDA6, BraHDA7, BraHDA11, BraHDA12, BraHDA15, BraHDA16, BraHDT2,  and BraSRT2 had increased, whereas those of other BraHDACs decreased, remained un‐ changed, or were undetected. In addition, the transcript level of BraHDA13, BraHDA15,  BraHDA16, BraHDT2, and BraSRT2 was up‐regulated in response to drought, salt, and  wounding,  whereas  the  decreasing  level  of  BraHDA2,  BraHDA3,  BraHDA9,  and  BraHDA14 transcripts was observed (Figure S2). Under heat‐stress condition, BraHDA4  and  BraHDA14  exhibited  a  different  expression  pattern,  although  BraHDA4  and  BraHDA14 were clustered into same sub‐group in RPD3/HDA1 family, indicating that the  duplication of those genes resulted in divergence of their expression pattern and function.  Similar with BraHDACs, several Arabidopsis HDACs and maize HDACs in the class II of  RPD3/HDA1 family  were induced  by heat  treatment  [11,39].  In addition, Arabidopsis,  maize  and  cotton  HDACs  were  differentially  expressed  in  response  to  hormones  and  stresses, suggesting the functional divergence and specific regulation of HDACs in re‐ sponse to a particular stress [11,12,39]. According to the abiotic stress induced expression  pattern of BraHDACs, we found that BraHDA8 was not expressed in leaves and on abiotic  stresses. Based on transcriptome analysis, transcript level of BraHDA8 has been detected  only in the silique [40], indicating that BraHDA8 should be expressed in specific tissue. In  addition, the expression pattern of paralogous gene pair (BraHDA4/14) diverged, whereas  three paralogous gene pairs (BraHDA4/6, BraHDA5/7, and BraHDA12/15) exhibited simi‐ lar expression patterns (Figure 2C) under heat stress condition. However, these expression  patterns were altered in response to different stresses including drought, salt, and wound‐ ing (Figure S2), indicating that BraHDACs had diversified substantially, which might be  due to the different divergent fates after duplications.    Agriculture 2021, 11, 244  7  of  10  Figure 2. Physiological response to heat stress in Chinese cabbage. Changes in malondialdehyde (A)  and proline (B) levels after exposure to heat stress (40 °C) were determined. (C) Expression patterns  of Brassica rapa histone deacetylases (BraHDACs) in response to heat stress. Expression is indicated  as a log2 ratio of experimental treatments relative to the values at 0 h. The bars represent the mean  ± standard error across three independent experiments. Different letters indicate statistically signif‐ icant differences (p < 0.05).  3.4. Histone Deacetylase Activity of BarHDA3  Although many fundamental questions remain unanswered regarding the physio‐ logical function of plant HDACs in response to environmental stresses, it has been shown  that  RPD3/HDA1  family  including  Arabidopsis  HDA5/14/15/18/19  positively  or  nega‐ tively regulated to the environmental‐stress tolerances [41]. Among them, AtHDA14 con‐ trolled the activation state of RuBisCO under low‐light condition, and is involved in bio‐ synthesis of melatonin, which plays an important role in plant response to environmental  stresses [42,43]. Under heat stress condition, exogenous melatonin improved the antioxi‐ dant defense systems, resulting in the suppression of heat stress‐induced damage [44]. In  Chinese cabbage,  BraHDA3, homologous of AtHDA14 (Figure S1), dramatically down‐ regulated in response to heat stress (Figure 2C). This indicates that down‐regulation of  BraHDA3 might be required for the expression of heat response genes, although the phys‐ iological  function  of  BraHDA3  needs  to  be  characterized.  To  analyze  the  function  of  BraHDA3, recombinant BraHDA3 (BraHDA3‐His) was prepared using E. coli expression  system. As shown in Figure 3, purified recombinant BraHDA3 protein gave an activity of  18.1 μM/100 μg of protein. When HDAC inhibitor SAHA (5 μM) was mixed with purified  recombinant BraHDA3 protein, the HDAC activity decreased to 3.8 μM/100 μg of protein.  This indicates that BraHDA3 encodes the functional HDAC enzyme, which can be inhib‐ ited by Class I/II HDAC inhibitor SAHA.    Agriculture 2021, 11, 244  8  of  10  Figure 3. HDAC activity of recombinant BraHDA3. SDS‐PAGE exhibited the purified recombinant  BraHDA3 proteins. BraHDA3 enzyme activity was analyzed using HDAC Activity Colorimetric  Assay Kit. Different letters indicate statistically significant differences (p < 0.05).  4. Conclusions  Despite the knowledge concerning HDACs, evolutionary and functional information  regarding HDACs in B. rapa remains relatively unknown. In this study, we identified 20  putative BraHDAC genes divided into three major classes: RPD3/HDA1, HD2, and SIR2  families. Most HDAC gene duplications in B. rapa appeared to have been caused by seg‐ mental  duplication,  which  occurred  between  12.73  MYA  and  42.04  MYA.  Several  BraHDACs were up‐ or down‐regulated by abiotic stress treatments, indicating that the  variation of BraHDAC transcription levels may contribute to alteration in histone H3 acet‐ ylation levels in response to various stresses. Our results provide a solid foundation for  further understanding of the underlying evolutionary mechanisms in the HDAC family  and  will  provide  the  basis  for  future  research  on  functional  characterization  of  the  BraHDAC family in response to environmental stresses.  Supplementary  Materials:  The  following  are  available  online  at  www.mdpi.com/2077‐ 0472/11/3/244/s1, Table S1: Primer sequences for PCR analysis, Figure S1. Phylogenetic relationships  of Arabidopsis, maize, and Brassica rapa HDACs, Figure S2: Expression pattern of BraHDAC genes  in response to wounding, salt, and drought stresses.  Author Contributions: Conceptualization, S.H.E. and T.K.H.; investigation, S.H.E.; writing—origi‐ nal draft preparation, S.H.E. and T.K.H.; writing—review and editing, S.H.E. and T.K.H. All authors  have read and agreed to the published version of the manuscript.  Funding: This work was carried out with the support of “Cooperative Research Program for Agri‐ culture Science and Technology Development (Project No. PJ01501905)” Rural Development Ad‐ ministration, Republic of Korea.  Institutional Review Board Statement: Not applicable.  Informed Consent Statement: Not applicable.  Data Availability Statement: The data presented in this study are available within the article.  Conflicts of Interest: The authors confirm that there is no conflict of interest to declare.  References  1. Lämke, J.; Bäurle, I. Epigenetic and chromatin‐based mechanisms in environmental stress adaptation and stress memory in  plants. Genome Biol. 2017, 18, 1–11.  2. Berr, A.; Shafiq, S.; Shen, W.H. Histone modifications in transcriptional activation during plant development. Biochim. Biophys.  Acta Gene Regul. Mech. 2011, 1809, 567–576, doi:10.1016/j.bbagrm.2011.07.001.  3. Chen, X.; Ding, A.B.; Zhong, X. Functions and mechanisms of plant histone deacetylases. Sci. China Life Sci. 2020, 63, 206–216.  4. Smith, L.M.; Pontes, O.; Searle, I.; Yelina, N.; Yousafzai, F.K.; Herr, A.J.; Pikaard, C.S.; Baulcombe, D.C. An SNF2 protein asso‐ ciated with nuclear RNA silencing and the spread of a silencing signal between cells in Arabidopsis. Plant Cell 2007, 19, 1507– 1521, doi:10.1105/tpc.107.051540.    Agriculture 2021, 11, 244  9  of  10  5. Pandey, R.; Müller, A.; Napoli, C.A.; Selinger, D.A.; Pikaard, C.S.; Richards, E.J.; Bender, J.; Mount, D.W.; Jorgensen, R.A. Anal‐ ysis of histone acetyltransferase and histone deacetylase families of Arabidopsis thaliana suggests functional diversification of  chromatin modification among multicellular eukaryotes. Nucleic Acids Res. 2002, 30, 5036–5055, doi:10.1093/nar/gkf660.  6. Hollender, C.; Liu, Z. Histone deacetylase genes in arabidopsis development. J. Integr. Plant Biol. 2008, 57, 875–885.  7. Hu, Y.; Qin, F.; Huang, L.; Sun, Q.; Li, C.; Zhao, Y.; Zhou, D.X. Rice histone deacetylase genes display specific expression pat‐ terns and developmental functions. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2009, 388, 266–271, doi:10.1016/j.bbrc.2009.07.162.  8. Liew, L.C.; Singh, M.B.; Bhalla, P.L. An RNA‐Seq Transcriptome Analysis of Histone Modifiers and RNA Silencing Genes in  Soybean during Floral Initiation Process. PLoS ONE 2013, 8, e77502, doi:10.1371/journal.pone.0077502.  9. Aquea, F.; Timmermann, T.; Arce‐Johnson, P. Analysis of histone acetyltransferase and deacetylase families of Vitis vinifera.  Plant Physiol. Biochem. 2010, 48, 194–199, doi:10.1016/j.plaphy.2009.12.009.  10. Peng, M.; Ying, P.; Liu, X.; Li, C.; Xia, R.; Li, J.; Zhao, M. Genome‐wide identification of histone modifiers and their expression  patterns during fruit abscission in litchi. Front. Plant Sci. 2017, 8, doi:10.3389/fpls.2017.00639.  11. Zhang, K.; Yu, L.; Pang, X.; Cao, H.; Si, H.; Zang, J.; Xing, J.; Dong, J. In silico analysis of maize HDACs with an emphasis on  their response to biotic and abiotic stresses. PeerJ 2020, 8, e8539, doi:10.7717/peerj.8539.  12. Imran, M.; Shafiq, S.; Naeem, M.K.; Widemann, E.; Munir, M.Z.; Jensen, K.B.; Wang, R.R.C. Histone deacetylase (HDAC) gene  family in allotetraploid cotton and its diploid progenitors: In silico identification, molecular characterization, and gene expres‐ sion  analysis  under  multiple  abiotic  stresses,  DNA  damage  and  phytohormone  treatments.  Int.  J.  Mol.  Sci.  2020,  21,  321,  doi:10.3390/ijms21010321.  13. Hu, Y.; Lu, Y.; Zhao, Y.; Zhou, D.X. Histone Acetylation Dynamics Integrates Metabolic Activity to Regulate Plant Response to  Stress. Front. Plant Sci. 2019, 10, 1236.  14. Kim, J.M.; To, T.K.; Matsui, A.; Tanoi, K.; Kobayashi, N.I.; Matsuda, F.; Habu, Y.; Ogawa, D.; Sakamoto, T.; Matsunaga, S.; et al.  Acetate‐mediated novel survival strategy against drought in plants. Nat. Plants 2017, 3, doi:10.1038/nplants.2017.97.  15. Zheng, Y.; Ding, Y.; Sun, X.; Xie, S.; Wang, D.; Liu, X.; Su, L.; Wei, W.; Pan, L.; Zhou, D.X. Histone deacetylase HDA9 negatively  regulates salt and drought stress responsiveness in Arabidopsis. J. Exp. Bot. 2016, 67, 1703–1713, doi:10.1093/jxb/erv562.  16. Ueda, M.; Matsui, A.; Nakamura, T.; Abe, T.; Sunaoshi, Y.; Shimada, H.; Seki, M. Versatility of HDA19‐deficiency in increasing  the  tolerance  of  Arabidopsis  to  different  environmental  stresses.  Plant  Signal.  Behav.  2018,  13,  e1475808,  doi:10.1080/15592324.2018.1475808.  17. Zhou, C.; Zhang, L.; Duan, J.; Miki, B.; Wu, K. Histone Deacetylase19 is involved in jasmonic acid and ethylene signaling of  pathogen response in Arabidopsis. Plant Cell 2005, 17, 1196–1204, doi:10.1105/tpc.104.028514.  18. Zhao, J.; Li, M.; Gu, D.; Liu, X.; Zhang, J.; Wu, K.; Zhang, X.; Teixeira Da Silva, J.A.; Duan, J. Involvement of rice histone deacety‐ lase HDA705 in seed germination and in response to ABA and abiotic stresses. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2016, 470, 439– 444, doi:10.1016/j.bbrc.2016.01.016.  19. Zhao, J.; Zhang, J.; Zhang, W.; Wu, K.; Zheng, F.; Tian, L.; Liu, X.; Duan, J. Expression and functional analysis of the plant‐ specific histone deacetylase HDT701 in rice. Front. Plant Sci. 2015, 5, doi:10.3389/fpls.2014.00764.  20. Latrasse, D.; Jégu, T.; Li, H.; de Zelicourt, A.; Raynaud, C.; Legras, S.; Gust, A.; Samajova, O.; Veluchamy, A.; Rayapuram, N.;  et al. MAPK‐triggered chromatin reprogramming by histone deacetylase in plant innate immunity. Genome Biol. 2017, 18, 131,  doi.org/10.1186/s13059‐017‐1261‐8.  21. Eom, S.H.; Hyun, T.K. Histone acetyltransferases (HATs) in chinese cabbage: Insights from histone H3 acetylation and expres‐ sion profiling of HATs in response to abiotic stresses. J. Am. Soc. Hortic. Sci. 2018, 143, 296–303, doi:10.21273/JASHS04436‐18.  22. Koch, M.A.; Haubold, B.; Mitchell‐Olds, T. Comparative evolutionary analysis of chalcone synthase and alcohol dehydrogenase  loci  in  Arabidopsis,  Arabis,  and  related  genera  (Brassicaceae).  Mol.  Biol.  Evol.  2000,  17,  1483–1498,  doi:10.1093/oxfordjour‐ nals.molbev.a026248.  23. Zhou, C.; Labbe, H.; Sridha, S.; Wang, L.; Tian, L.; Latoszek‐Green, M.; Yang, Z.; Brown, D.; Miki, B.; Wu, K. Expression and  function  of  HD2‐type  histone  deacetylases  in  Arabidopsis  development.  Plant  J.  2004,  38,  715–724,  doi:10.1111/j.1365‐ 313X.2004.02083.x.  24. Yang, C.; Shen, W.; Chen, H.; Chu, L.; Xu, Y.; Zhou, X.; Liu, C.; Chen, C.; Zeng, J.; Liu, J.; et al. Characterization and subcellular  localization of histone deacetylases and their roles in response to abiotic stresses in soybean. BMC Plant Biol. 2018, 18, 226,  doi:10.1186/s12870‐018‐1454‐7.  25. Huang, L.; Sun, Q.; Qin, F.; Li, C.; Zhao, Y.; Zhou, D.X. Down‐regulation of a Silent Information Regulator2‐related histone  deacetylase  gene,  OsSRT1,  induces  DNA  fragmentation  and  cell  death  in  rice.  Plant  Physiol.  2007,  144,  1508–1519,  doi:10.1104/pp.107.099473.  26. Giesecke, A.V.; Fang, R.; Joung, J.K. Synthetic protein‐protein interaction domains created by shuffling Cys 2His2 zinc‐fingers.  Mol. Syst. Biol. 2006, 2, 0011, doi:10.1038/msb4100053.  27. Panchy,  N.;  Lehti‐Shiu,  M.;  Shiu,  S.H.  Evolution  of  gene  duplication  in  plants.  Plant  Physiol.  2016,  171,  2294–2316,  doi:10.1104/pp.16.00523.  28. Freeling, M. Bias in plant gene content following different sorts of duplication: Tandem, whole‐genome, segmental, or by trans‐ position. Annu. Rev. Plant Biol. 2009, 60, 433–453, doi:10.1146/annurev.arplant.043008.092122.  29. Cannon, S.B.; Mitra, A.; Baumgarten, A.; Young, N.D.; May, G. The roles of segmental and tandem gene duplication in the  evolution of large gene families in Arabidopsis thaliana. BMC Plant Biol. 2004, 4, 10, doi:10.1186/1471‐2229‐4‐10.    Agriculture 2021, 11, 244  10  of  10  30. Blanc, G.; Wolfe, K.H. Widespread paleopolyploidy in model plant species inferred from age distributions of duplicate genes.  Plant Cell 2004, 16, 1667–1678, doi:10.1105/tpc.021345.  31. Lysak, M.A.; Koch, M.A.; Pecinka, A.; Schubert, I. Chromosome triplication found across the tribe Brassiceae. Genome Res. 2005,  15, 516–525, doi:10.1101/gr.3531105.  32. Du, J.; Hu, S.; Yu, Q.; Wang, C.; Yang, Y.; Sun, H.; Yang, Y.; Sun, X. Genome‐wide identification and characterization of BrrTCP  transcription factors in Brassica rapa ssp. rapa. Front. Plant Sci. 2017, 8, 1588, doi:10.3389/fpls.2017.01588.  33. Cheng, F.; Wu, J.; Fang, L.; Sun, S.; Liu, B.; Lin, K.; Bonnema, G.; Wang, X. Biased gene fractionation and dominant gene expres‐ sion among the subgenomes of Brassica rapa. PLoS ONE 2012, 7, e36442, doi:10.1371/journal.pone.0036442.  34. Hasanuzzaman, M.; Nahar, K.; Alam, M.M.; Roychowdhury, R.; Fujita, M. Physiological, biochemical, and molecular mecha‐ Mol. Sci. 2013, 14, 9643–9684.  nisms of heat stress tolerance in plants. Int. J.  35. Morales, M.; Munné‐Bosch, S. Malondialdehyde: Facts and artifacts. Plant Physiol. 2019, 180, 1246–1250.  36. Lv, W.T.; Lin, B.; Zhang, M.; Hua, X.J. Proline accumulation is inhibitory to arabidopsis seedlings during heat stress. Plant  Physiol. 2011, 156, 1921–1933, doi:10.1104/pp.111.175810.  37. Szabados, L.; Savouré, A. Proline: A multifunctional amino acid. Trends Plant Sci. 2010, 15, 89–97.  38. Hayat, S.; Hayat, Q.; Alyemeni, M.N.; Wani, A.S.; Pichtel, J.; Ahmad, A. Role of proline under changing environments: A review.  Plant Signal. Behav. 2012, 7, 1456–1466.  39. Alinsug, M.V.; Yu, C.W.; Wu, K. Phylogenetic analysis, subcellular localization, and expression patterns of RPD3/HDA1 family  histone deacetylases in plants. BMC Plant Biol. 2009, 9, 37, doi:10.1186/1471‐2229‐9‐37.  40. Tong, C.; Wang, X.; Yu, J.; Wu, J.; Li, W.; Huang, J.; Dong, C.; Hua, W.; Liu, S. Comprehensive analysis of RNA‐seq data reveals  the complexity of the transcriptome in Brassica rapa. BMC Genom. 2013, 14, 689, doi:10.1186/1471‐2164‐14‐689.  41. Ueda, M.; Matsui, A.; Watanabe, S.; Kobayashi, M.; Saito, K.; Tanaka, M.; Ishida, J.; Kusano, M.; Seo, M.; Seki, M. Transcriptome  analysis of the hierarchical response of histone deacetylase proteins that respond in an antagonistic manner to salinity stress.  Front. Plant. Sci. 2019, 10, 1323, doi:10.3389/fpls.2019.01323.  42. Hartl, M.; Füßl, M.; Boersema, P.J.; Jost, J.O.; Kramer, K.; Bakirbas, A.; Sindlinger, J.; Plöchinger, M.; Leister, D.; Uhrig, G.; et al.  Lysine acetylome profiling uncovers novel histone deacetylase substrate proteins in Arabidopsis. Mol. Syst. Biol. 2017, 13, 949,  doi:10.15252/msb.20177819.  43. Lee, K.; Lee, H.Y.; Back, K. Rice histone deacetylase 10 and Arabidopsis histone deacetylase 14 genes encode N‐acetylserotonin  deacetylase, which catalyzes conversion of N‐acetylserotonin into serotonin, a reverse reaction for melatonin biosynthesis in  plants. J. Pineal Res. 2018, 64, e12460, doi:10.1111/jpi.12460.  44. Buttar, Z.A.; Wu, S.N.; Arnao, M.B.; Wang, C.; Ullah, I.; Wang, C. Melatonin suppressed the heat stress‐induced damage in  wheat seedlings by modulating the antioxidant machinery. Plants 2020, 9, 809, doi:10.3390/plants9070809. 

Journal

AgricultureMultidisciplinary Digital Publishing Institute

Published: Mar 12, 2021

There are no references for this article.